최근 Escherichia coli에서 RNA의 분해와 가공과정에 중추적인 역할을 하는 리보핵산 내부분해효소인 RNase E의 효소활성을 조절하는 단백질 조절자인 RraA가 밝혀졌으며, 이 단백질은 E. coli RNase E의 효소활성 부위와 36%의 유사성을 가지는, Streptomyces coelicolor RNase ES의 효소활성을 조절하는 것으로 알려져 있다. S. coelicolor의 유전체에는 RraA와 아미노산 서열이 35.4% 이상 유사한 단백질을 코딩하는 유전자가 두 개 존재하는데, 그 중 하나인 rraAS2를 클로닝하여 E. coli RNase E의 효소활성을 조절하는지를 알아보았다. 그 결과 세포내에서 RraAS2를 발현시키면 RNase E의 과발현에 의해 저해된 세포의 생장을 RraA와 같이 효과적으로는 아니지만, 어느 정도 복원시키는 것을 확인하였다. 또한 RraAS2가 발현됨으로서 RNase E의 과발현에 의해 증가된 ColE1-타입 플라스미드의 복제 수를 14% 감소시키는 것을 관찰하였다. 이러한 결과는 RraAS2가 RNase E의 RNA I분자에 대한 효소 활성을 저해하는 능력을 가지고 있음을 시사한다. 동일한 배양조건에서 E. coli 세포내에서의 RNase E에 대한 RraAS2의 상대적인 발현양이 RraA에 비해 6.2배 낮은 것을 확인하였고, 이로 인해 RraAS2가 RNase E의 과발현에 의한 세포 생장의 저해를 복원하는데 필요한 모든 RNA의 가공과 분해속도를 효과적으로 조절하지는 못한다는 것을 추론할 수 있다.
본 연구는 최근 RNAi 기반 LMO의 연구 개발이 활발히 진행됨에 따라 향후 이러한 기술을 이용한 LMO의 유해성 및 자연생태계 위해성평가가 필요할 때 실험실 수준에서 dsRNA를 대량으로 발현시키는 시스템을 확립하고, 수분(화분)매개 곤충인 꿀벌을 대상으로 유해성평가 시험을 수행하는 방법을 제시하고자 하였다. L4440 vector에 Snf7과 GFP 유전자를 클로닝한 plasmid를 HT115 (DE3) 대장균에 형질 전환한 후 온도, 배양시간, IPTG 농도를 각기 다르게 하여 최적의 발현조건을 탐색한 결과 $37^{\circ}C$, 0.4 mM IPTG, 4시간의 배양시간에서 가장 많은 양의 dsRNA가 발현됨을 확인하였다. 국내 외 제시된 꿀벌 위해성평가 가이드라인을 바탕으로 대장균에서 분리한 dsRNA를 꿀벌 성충에 급성섭식으로 처리한 결과 생사율과 일반중독증상에서 차이를 보이지 않는 것으로 보아 대장균으로부터 분리한 Snf7 dsRNA와 GFP dsRNA는 꿀벌 성충에 유해하지 않음을 알 수 있었다. 본 연구를 통해 dsRNA 물질의 유해성평가 및 자연생태계 위해성 평가를 위한 대량 추출 방법과 위해성평가 대상종의 사육 및 물질 처리 방법을 확립하여 향후 이뤄질 dsRNA의 꿀벌 위해성평가에 활용될 것으로 사료된다.
Streptmyces avidinii에서 발현되는 Streptavidin은 vitamin H인 d-biotin 4분자에 결합하며 해리상수(Kd)가 10−15 M를 나타내는 아주 강한 비공유결합이다. 이러한 streptavidin과 biotin 상호간의 강한 결합력은 수많은 생물체 분자들의 탐지 및 특징을 연구하는데 응용되어져 왔으므로 Escherichia coli에서 수용성 streptavidin의 기능적 발현에 대한 연구는 매우 유용하다. 즉 Escherichia coli에서 streptavidin을 발현시키기 위해 streptavidin유전자를 T7 RNA polymerase/T7 promoter를 이용하는 pET-22b 플라스미드로 클로닝하였다. 또한 N-말단에 pelB leader를 포함하여 발현된 streptavidin의 periplasmic space로 운반하여 수용성 단백질형태의 분비를 촉진하였으며 C-말단에는 6개의 polyhistidine tags를 두어 정제하는데 사용되었다. 정제된 streptavidin단백질은 10-20 mg/ml 의 높은 회수율을 나타내었으며 SDS-PAGE에서 가열하는 경우 변성되어 17 kD인 monomer형태를, 가열하지 않는 경우에는 68 kDa으로 원래의 tetramer형태를 나타내었다. 따라서 streptavidin의 tetramer 구조는 비공유결합에 의해 이루어짐을 알 수 있었다. Size-exclusion chromatography에 의한 streptavidin의 구조 역시 tetramer를 재확인할 수 있었다. 정제된 수용성 streptavidin은 Westernblot실험에서 biotinylation된 단백질을 탐지하였으며 이 결과는 정제된 streptavidin이 biotin에 결합하는 기능이 존재함을 나타내었다. 이상의 모든 결과를 종합해보면 본 연구에서 구축된 발현시스템을 통하여 발현된 streptavidin은 높은 회수율을 나타내어 대량생산이 가능하였으며 자연상태의 streptavidin과 동일한 homotetramer를 형성하고 biotin에 결합할 수 있는 기능을 나타내었다.
보리수나무(Elaeagnus umbellata) 뿌리혹엣 분리한 공생균주인 Frankia 균주 EuIK1 게놈에 대해 K. pneumoniae의 nifH,D를 탐침으로 Southern hybridization을 수행한 결과, 3.2 Kb와 5.5 Kb BamHI 절편과 15 Kb PstI 절편이 강한 혼성화 반응을 보여 이들 절편에 nifH,D 유전자가 존재함을 확인하였다. 동일 탐침을 사용한 colony hybridization을 통해 pWE15 cosmid vector 에 작성되 게놈 library로부터 하나의 nif-클론 (pEuNIF)을 선별하였다. 이 클론을 BamHI으로 절단한 후 동일한 탐침으로 혼성화 반응을 수행한 결과, 3.2 Kb와 5.5 Kb가 강한 혼성화 반응을 보였으며, 이 결과는 게놈 혼성화 반응 결과와 일치하였다. 그러나 Frankia FaC1의 nifH 만을 탐침으로 이용한 결과 3.2Kb BamHI 절편만이 혼성화 반응을 나타내었다. 또한 3.2 Kb의 3‘ 말단과 5.5 Kb의 5’ 말단의 염기서열로부터 추론한 아미노산 서열을 ArI3의 nifD와 비교한 결과 182번부터 240번까지, 241번부터 282번까지의 아미노산 서열과 각각 매우 높은 유사성을 보였다. 이러한 결과로부터 3.2Kb 절편에는 nifH와 일부의 nifD 서열이 존재하고, 이 절편에 연속된 5.5Kb 절편에는 나머지 nifD서열이 존재함을 알 수 있었다.
ERM protein 은 23S rRNA의 $A_{2058}$에 dimethylation시킴으로써 $MLS_B$계 항생제의 부착을 저해하여 항생제의 활성을 억제하는 내생인자 단백질이다. ERM 단백질의 하나인 ErmSF의 N-말단부위(N-termimal end region, NTER)에 존재하는 1-25번째 아미노산을 함유하는 펩타이드의 활성에서의 역할을 알아보기 위해 이률 제거한 변이 단백질을 표현하는 유전자를 클로닝하고 대장균에서 수용성 단백질로 12.65 mg/L culture의 수율로 대량생산하였다. 이렇게 대량생산된 단백질의 활성을 in vivo와 in vitro에서 확인하였다. 그 결과 in vitro에서 야생형(wild type)의 단백질에 비해 15%의 활성이 감소한 것을 확인하였고 이는 제거된 펩타이드가 기질과 상호작용하여 효소의 활성에 영향을 미친다는 것을 시사하고 있다. 이렇게 감소된 효소의 활성은 생체 내(in vivo) 활성에도 적용되어 처음에는 변이 단백질을 함유하는 세포가 항생제의 작용에 의하여 성장억제를 받지만 시간의 경과와 함께 내성을 회복하여 밤샘 배양하였을 경우는 야생형 단백질을 함유한 세포와 동일한 내성 즉 항생제에 의한 성장억제지역(inhibition zone)을 전혀 나타내지 않는 것으로 밝혀졌다.
PU.1은 6개의 특이적인 purine-rich 염기서열 (5' -GAGGAA-3 )로 구성된 PU box에 결합하는 transcription activator이다. 이 PUol은 macro phage와 B-cell에서만 발현되어 이들 세포를 활성 화시키므로, 포유통물의 연역계를 연구하는 데 중요 한 위치를 차지하고 있다. Full length PUol cDNA 는 open reading frame 816개의 DNA 염기로 구성 되어 있으므로, 아미노산 2727~의 합성을 지령한다. PUol의 활성화는 이를 구성하고 있는 polypeptide 중 세린 잔기가 인산화되어 전사인자로서 작용한다 고 추측된다. PU.1은 22개의 세린을 함유하고 있으 며, 정확한 인산화 위치 빛 수량은 알 수 없으나, casein kinase II 에 의하여 인산화된다고 추측되는 제41,45,132'133,148번째 아미노산 세린들이 제1 차 target sites이다. 본 연구에서는 이상의 제41, 45, 132,133, 148번 아미노산 세린 codon(AGC, AGC, AGC.TCA, TCT)이 알라닌 codon(GCC, GCC, GCC.GCA, G GCT)으로 치환된 4가지의 점돌연변이체 클론 (pKKS41A, pRKS45A, pMKS132$.$133A, pMKS1 148A)을 다음과 같이 제조하였다. Wild type PUol cDNA(template)를 해당되는 mutant DNA primers로 증폭(PCRjSOE)하여 mutant cDNA 단편을 얻었다. 이를 Hind III와 Xba I 으로 절단된 pBlue escript KS +에 접합시킨 후, 대장균(E. coli XLI ~ Blue)에 형질전환시켰다. 이 점돌연변이체들은 인산화 부위 및 수량은 물론 PU.1의 구조 및 기능 (Structure and Function) 연구에 기여할 것이다.
목적: 갑상선세포에서 요오드의 섭취는 갑상선호르몬 합성의 첫 단계이며, sodium iodide symporter (NIS)라는 세포막 단백질에 의해 이루어지는 것으로 알려져 있고 NIS 유전자가 클로닝됨으로써 NIS 발현을 직접 관찰하는 것이 가능해졌다. 하지만, 갑상선암을 비롯한 갑상선 결절과 정상 조직에서의 NIS 발현은 검사방법과 대상에 따라 아주 다양한 결과를 보이고 있다. 따라서 이 연구에서는 갑상선암을 비롯한 여러 갑상선질환에서 NIS의 발현여부와 정도를 두 가지 서로 다른 RT-PCR방법과 면역조직화학염색법으로 조사하여 비교하였다. 대상 및 방법: 갑상선절제술을 받은 32명의 조직을 이용하였다. 술후 병리학적 진단은 유두암 19명, 여포암 1명, 수질암 1명, 선종 4명, 선종양 갑상선종 7명이었다. RT-PCR방법을 이용하여 갑상선글로불린, NIS, 갑상선과산화효소의 발현을 관찰하였고, 항NIS 항체를 이용하여 면역조직화학염색을 시행하여 NIS 발현 정도를 반정량적으로 평가하고, 그 결과를 각각 비교하였다. 결과: RT-PCR의 결과에서 유두암 19명중 10예에서 NIS의 발현이 있었다. 여포암 1예와 수질암 1예는 NIS 발현이 없었다. 선종 4명중 2예, 선종양 갑상선종 7명중 4예에서 NIS의 발현이 있었다. 면역조직화학염색법으로는 유두암 19명중 15예에서 발현이 있었고, 여포암 1예는 발현이 없었다. 선종 4예중 3예, 선종양 갑상선종 7예중 6예에서 발현이 있었다. RT-PCR방법에 의한 NIS의 발현 정도와 면역조직화학염색의 정도를 반정량적으로 평가하여 비교한 결과 각 검사의 결과 사이에 유의한 양의 상관관계가 있었다(p<0.001). 결론: RT-PCR방법과 면역조직화학염색법으로 조사한 NIS의 발현 정도는 양의 상관관계가 있었으나, RT-PCR방법에 비해 면역조직화학염색법으로 NIS발현을 더 많이 찾을 수 있었다.
Thermotoga neapolitana 유래 내열성 4-알파-글루칸전이효소(MgtA)가 산업적 응용성을 지닌 싸이클로아밀로스를 생산할 수 있는지를 검사하기 위하여 그 유전자를 클로닝하고 대장균에서 발현시켰다. MgtA는 HiTrap Q와 Sephacryl S-200 분배 크로마토그래피를 이용하여 순수한 형태로 정제되었으며, SDS-PAGE를 통하여 분자량이 약 52 kDa으로 아미노산서열로부터 계산된 분자량과 일치하였다. 효소활성의 최적 pH와 온도는 6.5와 $85^{\circ}C$였으며 알파1,4결합을 갖는 글루칸의 1,4결합을 효율적으로 가수분해함과 동시에 작은 크기의 올리고당을 말토덱스트린에 전이하는 전이활성을 가지고 있었다. 그러나 플루란, 글리코겐 및 1,4결합 이외의 다른 알파결합을 갖는 글루칸에는 활성을 나타내지 않았다. MgtA는 말토트리오스를 말토올리고당으로 전환할 수 있는 능력에서 그렇지 못한 Thermotoga maritima 의 효소와 구별할 수 있었으며, 반응 후 glucoamylase의 처리결과로부터 그 전이산물이 싸이클로아밀로스 대신에 긴 연쇄상의 말토올리고당을 생산하는 효소로 확인할 수 있었다.
딸기 흰가루병은 Podosphaera aphanis에 의해 발병되며 수확기에 가장 큰 피해를 주는 병으로 현재 유황, 농약으로 주로 방제 되고 있는 실정이다. 본 연구에서는 딸기 흰가루병 저항성 품종 육성을 위한 흰가루병 저항성 특이마커 개발로 내병성 육종효율을 높이고자 하였다. 흰가루병 저항성 계통 선발을 위한 분자마커를 개발하기 위해 아키히메${\times}$설향 집단을 대상으로 자가수분을 통해 후대 양성 후 병저항성을 검정하였다. 마커분석은 RAPD primer 200 세트 중 OPE10 331bp에서부터 흰가루병 저항성 특이 마커 선발하였다. 흰가루병 저항성 특이밴드만 선발하기 위하여 클로닝 후 유전자정보 분석하여 SP1F/R의 Primer를 제작하였다. 그러나 SP1F/R을 이용하여 PCR한 결과 저항성, 감수성간에 다형성이 확인되지 않아 염기서열을 정렬한 후 SNP, In/del의 다형성 유무를 확인한 결과 6개의 SNP를 확인하였다. 이들 PCR 산물을 해당 사이트와 연관된 제한효소로 절단한 결과 그 중 Eae I(Y/GGCCR)의 절단으로 231bp 위치에서 저항성과 감수성간의 다형성을 확인함으로써 흰가루병 저항성 계통선발을 위한 분자마커를 선발하였다. 이러한 과정을 통해 딸기 흰가루병 저항성 품종 육성을 위한 MAS(marker assisted selection) 체계 확립으로 내병성 육종효율 증진에 기여를 할 수 있을 것으로 기대된다.
연구목적: 본 연구는 아직 그 기능이 파악되지 않은 탈유비퀴틴효소 중 하나인 HIDE에 대한 기본적인 생화학적 특징과 고환에서의 발현 양상을 파악하고 있다. 연구재료 및 방법: 인간의 HIDE 유전자를 클로닝하여 효소활성이 있는지 세포 외 실험을 통해 확인하였고, 아미노산 서열을 분석하여 진화상 보존된 부분을 찾아 그 기능을 파악한 다음 HSP90과의 상호작용을 공동면역침전반응으로 확인하였다. HIDE의 조직별 발현양상을 파악하기 위해서 인간과 쥐의 RNA 블롯과 쥐의 단백질 블롯을 이용하여 각각 노던 블롯팅과 웨스턴 블롯팅을 수행하여 고환에서 많이 발현된다는 것을 알았고 이 사실을 바탕으로 쥐의 고환을 절개하여 면역조직화학반응으로써 고환 내의 HIDE 단백질의 발현양상을 파악하였다. 결 과: HIDE는 세포 외에서 유비퀴틴 잔기를 제거하는 탈유비퀴틴 활성이 있으나 세포 내에서 전체적인 유비퀴틴 복합체를 줄여주는 효과는 없었다. HIDE는 HSP90이라는 분자 샤페론과 상호작용한다. HIDE의 전사체는 고환에서 가장 많이 발현되며 다른 조직에서도 소량 발현된다. HIDE의 단백질은 웨스턴 블롯상에서 고환에서만 확인되었다. 고환 내에서의 HIDE의 발현양상은 왕성한 감수분열을 하는 정모세포에서 높았으며 지지세포나 정조세포에는 발현되지 않았다. 결 론: HIDE는 분자 샤페론 HSP90과 상호작용하며 고환 내의 감수분열 중인 세포에서 많이 발현되는 것으로 보아 감수분열이나 정자형성에 관여하는 것으로 보인다.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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