This study examined whether or not the iron that is accumulated in the recombinant microbes that produce ferritin is bioavailable to rats with iron deficiency. Rats induced with iron deficiency were treated with iron preparations of $Fe(NH_4)_2(SO_4)_2$, horse spleen ferritin, control yeast, and ferritin-producing recombinant yeast for 14 days. The bioavailability of iron was examined by measuring hemoglobin concentration, hematocrit value, and tissue iron stores. Differences between dietary groups were determined by one-way ANOVA, at the level of significance p<0.05. Based on hemoglobin concentration and hematocrit value, iron in $Fe(NH_4)_2(SO_4)_2$, horse spleen ferritin, and ferritin-producing yeast were bioavailable in rats and cured iron deficiency. The efficacy of ferritin and ferritin-producing yeast was confirmed in establishing tissue iron stores after the induction of iron deficiency. The iron sources of ferritin and the ferritin-producing yeast seemed to be as effective for the recovery from iron deficiency as the iron compounds of ferric citrate and ferrous ammonium sulfate. The results suggest that the iron stored in ferritin of the recombinant yeast is bioavailable, and that the recombinant yeast may contribute widely as a source of iron to resolve the global problem of iron deficiency.
In this study, we demonstrate that the biological unnatural amino acid incorporation method can be utilized in vivo to synthesize an alkyne-terminated telechelic protein, Synthesis of terminally-functionalized polymers such as telechelic polymers is recognized to be important, since they can be employed usefully in many areas of biology and material science, such as drug delivery, colloidal dispersion, surface modification, and formation of polymer network. The introduction of alkyne groups into polymeric material is particularly interesting since the alkyne group can be a linker to combine other materials using click chemistry. To synthesize the telechelic recombinant protein, we attempted to incorporate the L-homopropargylglycine into the recombinant GroES fragment by expressing the recombinant gene encoding Met at the codons for both N- and C-terminals of the protein in the Met auxotrophic E. coli via Hpg supplementation. The Hpg incorporation rate was investigated and the incorporation was confirmed by MALDI-TOF analysis of the telcchelic recombinant protein.
The biocatalytic efficiency of recombinant Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 expressing the secondary alcohol dehydrogenase of Micrococcus luteus NCTC2665 was studied. Recombinant C. glutamicum converts ricinoleic acid to a product, identified by gas chromatography/mass spectrometry as 12-ketooleic acid (12-oxo-cis-9-octadecenoic acid). The effects of pH, reaction temperature, and non-ionic detergent on recombinant C. glutamiucm whole cell bioconversion were examined. The determined optimal conditions for production of 12-ketooleic acid are pH 8.0, 35℃, and 0.05 g/l Tween80. Under these conditions, recombinant C. glutamicum produces 3.3 mM 12-ketooleic acid, with a 72% (mol/mol) maximum conversion yield, and 1.1 g/l/h volumetric productivity in 2 h; and 3.9 mM 12-ketooleic acid, with a 74% (mol/mol) maximum conversion yield, and 0.69 g/l/h maximum volumetric productivity in 4 h of fermentation. This study constitutes the first report of significant production of 12-ketooleic acid using a recombinant Corynebacterium glutamicum-based biocatalyst.
Pasteurella multocida serogroup D strain, which produces P. multocida toxin (PMT), is a widespread and harmful pathogen of respiratory diseases such as pneumonia and progressive atrophic rhinitis (PAR) in swine. Vaccination has been considered the most desirable and effective approach for controlling the diseases caused by toxigenic P. multocida. To investigate the antigenicity and immunogenicity of partial fragments of recombinant PMT, recombinant proteins of the N-terminal (PMT-A), middle (PMT-B), C-terminal (PMT-C), and middle-C-terminal (PMT2.3) regions of PMT were successfully produced in an Escherichia coli expression system. The molecular masses of PMT-A, PMT-B, PMT-C, and PMT2.3 were ca. 53, 55, 35, and 84 kDa, respectively, purified by nickel-nitrilotriacetic acid (Ni-NTA) affinity column chromatography. All the recombinant proteins except for PMT-A showed immune responses to antisera obtained from a swine showing symptoms of PAR. Moreover, high titers of PMT-specific antibodies were raised from mice immunized with each of the recombinant proteins; however, the immunoreactivities of the antibodies to authentic PMT and heat-inactivated whole bacteria were different, respectively. In the protection study, the highest protection against homologous challenge was shown in the case of PMT2.3; relatively poor protections occurred for the other PMT fragments.
In this report, we describe the high-yield secretory expression of the recombinant human anti-HBsAg Fab fragment from Pichia pastoris that was achieved by co-integration of the genes encoding the heavy and light chains (both under the control of alcohol oxidase promoter) into the genome of the yeast cells. The fed-batch fermentations were carried out in a 5 L scale. Both chains of the Fab were successfully expressed upon methanol induction. The absorbance ($OD_{600}$) of the broth can reach 350~500 at the end of fed-batch phase. After the induction, the expression level of the recombinant Fab (soluble) reached 420~458 mg/L. The recombinant Fab fragment was purified from the crude culture supernatant by ion exchange chromatography and the purity of the recombinant Fab fragment was over 95%. The affinity activities of the crude fermentation supernatant and the purified Fab were analyzed by indirect ELISA, which showed that the purified recombinant Fab fragment had high affinity activity with hepatitis B surface antigen.
The partitioning of recombinant human interleukin-2(rhII-2) in PEG 8000-dextran 38800 aqueous two-phase system has been investigated using three different sources of rhIL-2. In the case of pure rhIL-2, the solubility in a PEG-dextran two-phase system was low and most of rhIL-2 was partitioned into the bottom phase. For the recovery of rhIL-2 from insoluble protein aggregates, the inclusion bodies of recombinant E. coli were solubilized by the treatment with sodium dodecyl sulfate (SDS). The addition of SDS significantly enhanced not only the solubility of rhIL-2 but also the partitioning of rhIL-2 to the top phase. When the ratio of SDS to rhIL-2 was 2.0, the partition coefficient(K) and the recovery yield(Y) at the top phase were 4.5 and 88%, respectively, at pH 6.8. In order to reduce the recovery steps further, SDS was directly added to the intact recombinant E. coli cells and then partitioned into the PEG/dextran aqueous two-phase system. The observed partition coefficient ($K{\cong{3.0$) and recovery yield ($Y{\geq}80%$ )of this method were comparable to the rhIL-2 recovery from insoluble protein aggregates. The results obtained in this work indicate that PEG-dextran two-phase partitioning might provide a simple way for the recovery and partial purification of recombinant proteins which are produced as inclusion bodies.
Fowl adenovirus (FAV) is an important cause of several diseases, which result in considerable economic losses to the poultry farm. An outer capsid protein of FAV, fiber 2 is essential for virus growth, assembly or spread. This study was performed to produce about 22 kDa of recombinant fiber 2 protein and to immunize in laying hens to acquire the specific IgY antibody against the recombinant fiber 2. Laying hens were immunized with the recombinant fiber 2 intramuscularly in the breast muscle by injection 4 times at intervals of three weeks. At 12 weeks, serum- and egg yolk-antibody titers of hens against fiber 2 were increased up to 430,000 and 414,000, respectively. The recombinant fiber 2 could be recognized be the anti-His monoclonal antibody. Anti-fiber 2-IgY antibody could recognize the fiber 2 specifically in western blot analysis. These results suggested that the recombinant fiber 2 antigen could be used as an immunogen to elicit IgY antibody against fiber 2 and the anti-fiber 2-IgY could neutralize fowl adenovirus fiber 2 effectively.
Lee, Jun Beom;Bae, Sung Min;Shin, Tae Young;Woo, Soo Dong
International Journal of Industrial Entomology and Biomaterials
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v.30
no.2
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pp.50-57
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2015
Porcine circovirus type 2 (PCV2) is an important infectious swine virus causing postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS). PCV2 capsid protein, encoded by ORF2 has type-specific epitopes, is very immunogenic, and is associated with the induction of neutralizing antibodies. For the efficient production of capsid protein, recombinant Autographa californica nucleopolyhedroviruses were generated to express ORF2 fused with two forms of a partial polyhedrin. Recombinant capsid protein was produced successfully with the partial polyhedrin fusion form and the yield was high, as was shown by SDS-PAGE. Production of recombinant capsid proteins in insect cells was confirmed by Western blot analysis using anti-His monoclonal antibody, anti-ORF2 monoclonal antibody, and anti-PCV2 porcine serum. Fusion expression with amino acids 19 to 110 of the polyhedrin increased the production of recombinant capsid protein, but fusion with amino acids 32 to 85 did not. Additionally, PCV2 capsid protein is a glycoprotein; however, the glycosylation of recombinant protein was not observed. The results of an Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) showed that recombinant capsid proteins could be utilized as antigens for fast, large-scale diagnosis of PCV2-infected pigs. Our results suggest that the fusion expression of partial polyhedrin is able to increase the production of recombinant PCV2 capsid protein in insect cells.
In order to develop procedures for the rapid isolation of recombinant sugar transporter in functional form from away from the endogenous insect cell transporter, gene fusion techniques were exploited. Briefly, BamH1-digested human HepG2 type glucose transport protein cDNA was first cloned into a transfer vector pBlueBacHis, containing a tract of six histidine residues. Recombinant baculoviruses including the human cDNA were then generated by allelic exchange following transfection of insect cells with wild-type BaculoGold virus DNA and the recombinant transfer vector. Plaque assay was then performed to obtain and purify recombinant viruses expressing the human transport protein. All the cell samples that had been infected with viruses from the several blue plaques exhibited a positive reaction in the immnuassay, demonstrating expression of the glucose transport protein. In contrast, no color development in the immunoassay was observed for cells infected with the wild-type virus or no virus. Immunoblot analysis showed that a major immunoreactive band of apparent Mr 43,000~44,000 was evident in the lysate from cells infected with the recombinant baculovirus. Following expression of the recombinant fusion protein with the metal-binding domain and enterokinase cleavage site, the fusion protein was recovered by competition with imidizole using immobilized metal charged resin. The leader peptide was then removed from the fusion protein by cleavage with porcine enterokinase. Final separation of the recombinant protein of the interest was achieved by passage over $Ni^{2+}$-charged resin under binding conditions. The expressed transport protein bound cytochalasin B and demonstrated a functional similarity to its human counterpart.
Tao, Xue Ying;Choi, Jae Young;Kim, Yang-Su;Lee, Seok Hee;An, Saes Byeol;Pang, Ying;Kim, Jong Hoon;Kim, Woo Jin;Je, Yeon Ho
Journal of Microbiology and Biotechnology
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v.25
no.3
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pp.386-392
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2015
A novel recombinant bacmid, bEasyBm, that enables the easy and fast generation of pure recombinant baculovirus without any purification step was constructed. In bEasyBm, attR recombination sites were introduced to facilitate the generation of a recombinant viral genome by in vitro transposition. Moreover, the extracellular RNase gene from Bacillus amyloliquefaciens, barnase, was expressed under the control of the Cotesia plutellae bracovirus early promoter to negatively select against the nonrecombinant background. The bEasyBm bacmid could only replicate in host insect cells when the barnase gene was replaced with the gene of interest by in vitro transposition. When bEasyBm was transposed with pDualBac-EGFP, the resulting recombinant virus, EasyBm-EGFP, showed high levels of EGFP expression efficiency compared with that of non-purified recombinant virus BmGOZA-EGFP, which was constructed using the bBmGOZA system. In addition, nonrecombinant backgrounds were not detected in unpurified EasyBm-EGFP stocks. Based on these results, a high-throughput system for the generation of multiple recombinant viruses at a time was established.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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