The enzyme-catalyzed Henry reaction was realized using deep eutectic solvents (DESs) as a reaction medium. The lipase from Aspergillus niger (lipase AS) showed excellent catalytic activity toward the substrates aromatic aldehydes and nitromethane in choline chloride:glycerol at a molar ratio of 1:2. Addition of 30 vol% water to DES further improved the lipase activity and inhibited DES-catalyzed transformation. A final yield of 92.2% for the lipase AS-catalyzed Henry reaction was achieved under optimized reaction conditions in only 4 h. In addition, the lipase AS activity was improved by approximately 3-fold in a DES-water mixture compared with that in pure water, which produced a final yield of only 33.4%. Structural studies with fluorescence spectroscopy showed that the established strong hydrogen bonds between DES and water may be the main driving force that affects the spatial conformation of the enzyme, leading to a change in lipase activity. The methodology was also extended to the aza-Henry reaction, which easily occurred in contrast to that in pure water. The enantioselectivity of both Henry and aza-Henry reactions was not found. However, the results are still remarkable, as we report the first use of DES as a reaction medium in a lipase-catalyzed Henry reaction.
Electrostatic forces contribute to the high degree of enzyme transition state complementarity in enzyme catalyzed reaction and such forces are modified by the solvent through its dielectric constant and polar properties. The contributions of electrostatic interaction to the formation of ES complex and the stabilization of transition state of the trypsin catalyzed reaction were probed by kinetic studied with high pressure and solvent dielectric constant. A good correlation has been observed between the increase of catalytic efficiency of trypsin and the decrease of solvent dielectric constant. Activation volume linearly decreased as the dielectric constant of solvent decreased, which means the increase in the reaction rae. Moreover, the decrease of activation volume by lowering the solvent dielectric constant implies a solvent penetration of the active with and a reduction of electrostatic energy for the formation of dipole of the active site oxyanion hole. When the 야electric constant of the solvents was lowered to 4.7 unit, the loss of activation energy and that of free energy of activation were 2.262 KJ/mol and 3.169 KJ/mol, respectively. The results of this study indicate that the high pressure kinetics combined with solvent effects can provide unique information on enzyme reaction mechanisms, and the controlling the solvent dielectric constant can stabilize the transition state of the trypsin-catalyzed reaction.
The accurate expression for the steady-state velocity of an irreversible enzyme-catalyzed reaction obtained by Shin and co-workers (J. Chem. Phys. 2001, 115, 1455) is generalized to allow for the rebinding of the product. The amplitude of the power-law ($t^{-1/2}$) relaxation of the free- and bound-enzyme concentrations to steady-state values is expressed in terms of the steady-state velocity and the intrinsic (chemical) rate constants. This result is conjectured to be exact, even though our expression for the steady-state velocity in terms of microscopic parameters is only approximate.
A lipase-catalyzed esterification reaction of (S)-naproxen ethyl ester by CALB (Candida antarctica lipase B) enzyme was performed in supercritical carbon dioxide. Experiments were performed in a high-pressure cell for 10 h at a stirring rate of 150 rpm over a temperature range of 313.15 to 333.15 K and a pressure range of 50 to 175 bar. The productivity of (S)-naproxen ethyl ester was compared with the result in ambient condition. The total reaction time and conversion yields of the catalyzed reaction in supercritical carbon dioxide were compared with those at ambient temperature and pressure. The experimental results show that the conversion and reaction rate were significantly improved at critical condition. The maximum conversion yield was 9.9% (216 h) at ambient condition and 68.9% (3 h) in supercritical state. The effects of varying amounts of enzyme and water were also examined and the optimum condition was found (7 g of enzyme and 2% water content).
Quinone reductase was purified to homogeneity from bovine liver and the purified enzyme catalyzed the reduction of phenanthrenequinone as well as benzo- and naphthoquinones. The enzyme catalyzed the biotransformation of arylnitroso nitroso compound and the reaction product was identified by TLC, GC, CC-MS and NMR. The reaction was almost entirely inhibitable by Cibacron blue 3GA or dicumarol, potent inhibitors of mammalian quinone reductase.
Proceedings of the Korean Society for Applied Microbiology Conference
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1986.12a
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pp.525.2-525
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1986
Cephalexin synthesizing enzyme (${\alpha}$ amino acid ester hydrolase) was partially purified from the culture broth of Acetobacter turbidans ATCC9325 through ammonium sulfate fractionation, DEAE, CM, and Sephacryl S-200 gel filtration. The enzyme has optimum pH 6.0 and temperature, 40$^{\circ}C$ respectively. From the analysis of reaction mixtures by thin layer chromatographic and high performance liquid chromatographic techniques, it was confirmed this enzyme catalyzed simultaneously the following reactions : 1) Synthesis of cephalexin from D-${\alpha}$-phenylglycine methylester (PGM) and 7-amino 3-deacetoxy-cetoxycephalosporanic acid (7-ADCA) 2) Hydrolysis of cephalexin to form 7-ADCA and phenylglycine (PG) 3) Hydrolysis of PGM to form PG and methanol. Base on the above experimental observations, the reaction model of this enzyme was identical with that of the enzyme from Xanthomonas citri.
The pure product of 2,3-diaminophenazine was prepared by the enzyme-catalyzed reaction of ophenylenediamine-$H_2O_2$-horseradish peroxidase and characterized by UV/Vis spectroscopy, IR spectroscopy and NMR spectroscopy. The electrochemical behaviour of 2,3-diaminophenazine on the glassy carbon electrode was studied. The interaction between 2,3-diaminophenazine and deoxyribonucleic acid was studied by cyclic voltammetry method and UV/Vis spectroscopy, which indicated that the interaction between them is intercalation. The influence of reacting time was also studied. The binding ratio of the 2,3-diaminophenazine-DNA complex is calculated to be 1 : 2 and the binding constant is to be $5.07{\times} 10^3L{\cdot}mol^{-1}$ at room temperature.
Journal of the Korean Applied Science and Technology
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v.20
no.3
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pp.251-258
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2003
Biodiesel as methyl esters derived from vegetable oils has considerable advantages in terms of environmental protetion. In the present work, methyl esters were produced from soybean oil by lipase-catalyzed transesterification. To reduce inactivation of commercial immobilized lipases emulsified two-step process was developed using the stepwise addition of methanol with 4:1 molar ratio at 4h intervals. Also with immobilized lipase from Candida antarctica(Novozym 435) high conversion of 98.5 percent was possible at $45^{\circ}C$ of reaction temperature with 4:1 of methanol-to-oil molar ratio and 1%(v/v) methyl glucoside oleic polyester as an emulsifier in the presence of cosolvent.
Journal of the Korean Applied Science and Technology
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v.9
no.1
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pp.7-13
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1992
Lipases catalyzed the transesterification reaction between esters and various primary and secondary alcohols in a 99% organic medium, porcine pancreatic, yeast, mold lipases can vigorously act as catalysts in a number of nearly anhydrous organic solvents. Various transesterification reactions catalyzed by porcine pancreatic lipase in hexane obey Michaelis-Menten kinetics. The dependence of the catalytic activity of the enzyme in organic media on the pH of the aqueous solution from which it was recovered is bell-shaped, with the maximum coinciding with the pH optimum of the enzymatic activity in water. The catalytic power exhibited by the lipases in organic solvents is comparable to that displayed in water. In addition to transesterification, lipases Can catalyze several other processes in organic media.
In mammals, fatty acid utilization is initiated by activation of fatty acid, catalyzed by acyl-CoA synthetase(ACS, EC6.2.1.3). This enzyme reaction is essential in fatty acid metabolism, since mammalian fatty acid synthetase contains a specific thioesterase to produce fatty acid as th $\varepsilon$ final reaction product. Acyl-CoA, the product of ACS, is utilized in various metabolic pathways including membrane biogenesis, energy production and fat deposition. (omitted)
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[게시일 2004년 10월 1일]
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