• Restorative Dentistry and Endodontics
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• 제34권5호
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• pp.450-459
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• 2009

본 연구의 목적은 새로 개발한 점탄성 측정기를 사용하여 수종의 광중합 복합레진의 초기 동적 점탄성 변화를측정하는 것이다. 본 연구에 사용된 점탄성 측정기는 세 부분으로 구성되었다. 첫째, 시편이 놓여지는 parallel plates; 둘째, DC 모터와 크랭크로 이루어진 회전진동전단변형 (Oscillatory shear strain)을 발생시키는 부분; 셋째, 전자기적 토크센서를 이용한 응력 측정 부분으로 구성되었다. 본 점탄성 측정기는 최대 2 Ncm의 토크를 측정할 수 있으며, 광중합기의 스위치는 컴퓨터와 연동하여 데이터 획득을 시작할 때 동시에 켜지도록 하였다. 본 연구에서는 시판 중인 6종의 광중합 복합레진 [Z-100 (Z1), Z-250 (Z2), Z-350 (Z3), DenFil (DF), Tetric Ceram (TC), Clearfil AP-X (CF)]을 사용하였다. 점탄성 측정기를 사용하여 동적 회전전단실험을 시행하였다. 직경 3 mm인 유리막대로 구성된 parallel plates 사이에 $14.2\;mm^3$의 복합레진을 적용시켰으며, 6 Hz의 진동수와 0.00579 rad의 진폭으로 변형을 가하고 발생된 응력을 측정하였다. 광중합이 시작됨과 동시에 측정이 시작되었으며, 광중합 후 10초 동안 점탄성의 변화를 관찰하였다. 각 복합레진에 대해 5 회 반복하여 측정하였고, 실험은 $25{\pm}0.5^{\circ}C$에서 진행되었다. 측정된 변형-응력 곡선으로부터 복소전단탄성계수 G*, 저장전단탄성 계수 G', 손실전단탄성 계수 G"를 구하였고 G*가 10 MPa에 이르는 시간을 구하였다. 각 재료의 복소전단탄성계수 G*와 10 MPa에 이르는 시간에 대해 일원분산분석 (One-way ANOVA)과 사후검정 (Tukey 검정)을 시행하였다 (${\alpha}$= 0.05). 결과는 다음과 같다. 1.본 연구를 위해 제작한 점탄성 측정기는 광중합 복합레진의 중합 초기 10초 동안의 동적 점탄성 변화를 신뢰성 있게 측정 할 수 있었다. 2. 모든 복합레진은 광조사 개시 후 $1{\sim}2$초의 불응기를 지난 다음 급격한 전단탄성계수의 증가를 보였다. 3. 모든 복합레진은 광중합 10 초간 손실전단탄성계수보다 저장전단탄성계수의 높은 증가를 보였다. 4. 광중합 초기 10초 후 복소전단탄성계수 값은 $150.3{\sim}563.7\;MPa$로, Z-100이 가장 높았고, 그 다음 Clearfil, Z-250, Z-350, Tetric Ceram, DenFil의 순이었다. 5. 복소전단탄성계수가 10 MPa에 이르는 시간은 Z-100이 2.55초로 가장 빨랐고, DenFil이 4.06초로 가장 느렸다.

• 대한핵의학회지
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• 제39권6호
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• pp.445-455
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• 2005

목적 : 임상용 Philips ARGUS 감마카메라와 특별 제작한 작은 구경의 바늘구멍조준기를 이용하여 animal SPECT를 개발하였다. 본 연구에서는 이 시스템의 물리적인 성능을 평가하고 소동물 실험에 적합한지를 평가하였다. 대상 및 방법: 스텝 모터와 이를 제어할 수 있는 소프트웨어를 이용한 피사체 회전장치를 개발하였다. 작은 입구(0.5, 1.0, 2.0 mm)의 바늘구멍조준기를 제작하였고 평면 공간해상도, 민감도, 단층촬영해상도 등을 포함한 물리적 성능을 모든 입구 크기에 대해 실험하였다. 조준기 입구로부터의 거리에 따른 사용 가능한 시야를 측정하기 위하여, 같은 간격만큼 떨어진 여러 선선원의 영상을 얻고 영상의 시야 내에서 보이는 선 영상의 개수를 이용하여 사용 가능한 시야를 측정하였다. 시야의 정중앙에 놓인 내경 0.5 mm, 길이 12 mm의 Tc-99m 선선원을 이용하여 거리에 따른 평면 공간 해상도를 측정하였다. 전체 반값두께를 'mm'단위로 얻기 위한 환산인자를 평면 영상에서의 두개의 서로 떨어진 선선원으로부터 계산하였다. 시스템 민감도를 측정하기 위하여 내경 1.0 mm의 Tc-99m 점선원을 사용하였다. 또한 냉소반점 모형과 열소반점 모형, 그리고 [I-123] FP-CIT를 정맥내 주사한 흰쥐의 뇌 영상의 SPECT 영상을 얻었고 여과후역투사 방법으로 재구성하였다. 결과: 사용 가능한 시야의 크기는 조준기의 초점으로부터의 거리에 비례하였고 이들의 관계는 선형 함수로 근사되었다(y=1.4x+0.5). 3 cm에서 1.0 mm 조준기로 측정한 민감도와 평면해상도는 각각 71 cps/MBq과 1.24 mm이었다. 1.0 mm 바늘구멍조준기에 대하여 [I-123] FP-CIT를 이용한 흰쥐의 뇌 SPECT 영상에서 각 반구의 줄무늬체 도파민 전달체 분포가 잘 구분되어 보였다. 결론: Philips ARGUS 스캐너와 작은 구경의 바늘구멍조준기로 개발한 새로운 소동물 SPECT 시스템이 소동물 영상을 얻는데 충분한 성능을 가짐을 입증하였다.

• 한국진공학회:학술대회논문집
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• 한국진공학회 2013년도 제45회 하계 정기학술대회 초록집
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• pp.88-89
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• 2013

A variety of influenza A viruses from animal hosts are continuously prevalent throughout the world which cause human epidemics resulting millions of human infections and enormous industrial and economic damages. Thus, early diagnosis of such pathogen is of paramount importance for biomedical examination and public healthcare screening. To approach this issue, here we propose a fully integrated Rotary genetic analysis system, called Rotary Genetic Analyzer, for on-site detection of influenza A viruses with high speed. The Rotary Genetic Analyzer is made up of four parts including a disposable microchip, a servo motor for precise and high rate spinning of the chip, thermal blocks for temperature control, and a miniaturized optical fluorescence detector as shown Fig. 1. A thermal block made from duralumin is integrated with a film heater at the bottom and a resistance temperature detector (RTD) in the middle. For the efficient performance of RT-PCR, three thermal blocks are placed on the Rotary stage and the temperature of each block is corresponded to the thermal cycling, namely $95^{\circ}C$ (denature), $58^{\circ}C$ (annealing), and $72^{\circ}C$ (extension). Rotary RT-PCR was performed to amplify the target gene which was monitored by an optical fluorescent detector above the extension block. A disposable microdevice (10 cm diameter) consists of a solid-phase extraction based sample pretreatment unit, bead chamber, and 4 ${\mu}L$ of the PCR chamber as shown Fig. 2. The microchip is fabricated using a patterned polycarbonate (PC) sheet with 1 mm thickness and a PC film with 130 ${\mu}m$ thickness, which layers are thermally bonded at $138^{\circ}C$ using acetone vapour. Silicatreated microglass beads with 150~212 ${\mu}L$ diameter are introduced into the sample pretreatment chambers and held in place by weir structure for construction of solid-phase extraction system. Fig. 3 shows strobed images of sequential loading of three samples. Three samples were loaded into the reservoir simultaneously (Fig. 3A), then the influenza A H3N2 viral RNA sample was loaded at 5000 RPM for 10 sec (Fig. 3B). Washing buffer was followed at 5000 RPM for 5 min (Fig. 3C), and angular frequency was decreased to 100 RPM for siphon priming of PCR cocktail to the channel as shown in Figure 3D. Finally the PCR cocktail was loaded to the bead chamber at 2000 RPM for 10 sec, and then RPM was increased up to 5000 RPM for 1 min to obtain the as much as PCR cocktail containing the RNA template (Fig. 3E). In this system, the wastes from RNA samples and washing buffer were transported to the waste chamber, which is fully filled to the chamber with precise optimization. Then, the PCR cocktail was able to transport to the PCR chamber. Fig. 3F shows the final image of the sample pretreatment. PCR cocktail containing RNA template is successfully isolated from waste. To detect the influenza A H3N2 virus, the purified RNA with PCR cocktail in the PCR chamber was amplified by using performed the RNA capture on the proposed microdevice. The fluorescence images were described in Figure 4A at the 0, 40 cycles. The fluorescence signal (40 cycle) was drastically increased confirming the influenza A H3N2 virus. The real-time profiles were successfully obtained using the optical fluorescence detector as shown in Figure 4B. The Rotary PCR and off-chip PCR were compared with same amount of influenza A H3N2 virus. The Ct value of Rotary PCR was smaller than the off-chip PCR without contamination. The whole process of the sample pretreatment and RT-PCR could be accomplished in 30 min on the fully integrated Rotary Genetic Analyzer system. We have demonstrated a fully integrated and portable Rotary Genetic Analyzer for detection of the gene expression of influenza A virus, which has 'Sample-in-answer-out' capability including sample pretreatment, rotary amplification, and optical detection. Target gene amplification was real-time monitored using the integrated Rotary Genetic Analyzer system.