A chitinase-producing bacterium, Aeromonas salmonicida YA7-625, was isolated from domestic seashore muds. The preferable medium composition for the production of chitinase was as follows: colloidal chitin 1.26% (w/v), tryptone 2.95% (w/v), $MgSO_4-7H_20$ 0.15% (w/v) and $K_2HP0_4$, 0.15% (w/v) (pH 8.5). The highest enzyme production was observed after cultivation of 48 hours at 27OC. The chitinase of Aeromonas salmonicida YA7-625 was purified successively by ammonium sulfate precipitation, affinity adsorption, hydroxylapatite column chromatography and gel filtration. The optimal temperature and pH for the activity of purified chitinase were $50^{\circ}C$ and 7.0, respectively. The molecular weight of purified chitinase was ca. 200,000 daltons and apparent Km value of it was 1.276 mglml on colloidal chitin.
We subcloned a 58 KD chitinase gene of Serratia marcescens into Escherichia coli and investigated the expression and secretion of the chitinase. Chitinase was produced in E. coli by using its own promoter but the levels of enzyme were very low, less than 5 mU/m$\ell$. However, by the combined action of the chitinase and lac promoters, the chitinase activity increased up to about 80 mU/m$\ell$. The most of the chitinase produced in E. coli was localized in periplasm and the small amounts were observed in cytosol and culture medium. Intracellular chitinase activities increased in proportion to the growth of E. coli up to the early stationary phase but rapidly decreased thereafter, which was assumed to be degradation of the chitinase by E. coli proteolytic enzymes.
The bacterium Serratia marcescens QM Bl466 produces selectively large amount of chitinolytic enzymes(about 1mg/L medium). Enzymatic hydrolysis of chitin to N-acelyl-${\beta}$-D-glucosamine(NAG) is performed by a system consisting of two hydrolases : chitinase and chilobiase. Objectives of this study included optimization of a microbial host by using chitin particles for chitinase/chitobiase production and secretion and also development of batch fermentation system for high cell density cultivalion of S. marcescens QM B1466. Also, the influence of chitin source and carboxymethyl(CM) chitin on chitinase/chitobiase production and NAG production was investigated. When carboxymethyl chitin was substituted for colloidal and practical grade chitin, the chitinase activity was increased about 7∼10U/mL. In this case, the ratio of chitinase/chitobiase was 30.03U/3.44U(9:1). The highest amounts of NAG(3.0g/L) was obtained.
This study was carried out to isolate antagonistic bacterium against Sclerotium cepivorum causing Allium fistulosum white rot. Total of 146 strains were isolated from A. fistulosum roots. The isolates were screened for antagonism to S. cepivorum and the isolated strain No. AL-1 was selected among these bacteria. It was identified as Serratia plymuthica based on morphological and physiological characteristics according to the Bergey's mannual of systematic bacteriology and 16S rDNA sequences methods. Serratia plymuthica AL-1 showed broad spectrum of antifungal activities against plant pathogenic fungi Alternaria altrata, Colletotrichum gleosporioids, Phoma sp., Rhizoctonia solani, Sclerotinia sclerotiorum, Stemphylium solani, Fusarium oxysporium niveum but not inhibited Didymella bryoniae. When S. plymuthica AL-1 cultivated in the TSB medium containing 1% colloidal chitin, the high molecular fraction (>10 kDa) have chitinase activity (3.2 units/ml) and the low molecular fraction (<10 kDa) have not chitinase activity. Oppositely, after heat treatment (80℃ for 30 min) of the cultivation supernatant, the high molecular fractions have not antifungal activity but the low molecular fractions have antifungal activity.
For the selection of powerful antagonistic bacterium for biological control of soilborne Fusarium solani causing root rot of many important crops, the best YPL-1 strain was selected among 300 strains of bacteria isolated from rhizosphere in ginseng root rot-suppressive soil. The strain was identified to be a species to Pseudomonas stutzeri. With in vitro fungal inhibition tests, antagonistic substance of P. stutzeri YPL-1 against F. solani was presumed to be heat unstable, macromolecular substances such as protein. Also, it was shown that antifungal activity of P. stutzeri YPL-1 increased in proportion to its chitinase production. P. stutzeri YPL-M122 (chi-, lam -) which was deprived of the productivity of chitinase and laminarinase by NTG mutagenesis had lost antifungal activity, completely. And P. stutzeri YPL-MI53 (chi-) had only 4.1% of its antifungal activity. P. stutzeri YPL-1 was not able to produce any extracellular siderophore in iron-deficent minimal medium. It is confident that the antifungal mechanism of P. stutzeri YPL-1 for biocontrol of F. solani depends on lysis rather than antibiosis :the mechanism of lysis appears to involve enzymatic degradation of the cell will components of F. solani by hydrolytic enzymes of more chitinase and less laminarinase.
A chitinase was purified from the culture supernatant of Paenibacillus illinoisensis KJA-424 by protein precipitation, DEAE-Sephadex anion-exchange chromatography, and Sephadex G-150 gel filtration. The molecular weight of the purified chitinase was 54 kDa on SDS-PAGE and activity staining. Optimal pH and temperature were pH 5.0 and 60$^{circ}$C, the presence of 10 ruM Ag$^{+}$ and Hg$^{2+}$ inhibited the activity by $92.1/%$ and $97.7/%$, and the K$_{m}$ and V$_{max}$ values were 1.12 mg chitin mrl and 1.48$\mu$mol GlcNAc min$^{-1}$, respectively. The enzyme hydrolyzed tetramer to dimer, pentamer to dimer and trimer, and hexamer to dimer, trimer and tetramer, indicating an endo-splitting mechanism. The chitinase had no hydrolytic activity toward dimer and trimer. The chitinase inhibited the mycelial growth of Rhizoctonia solani, suggesting an antifungal property.
In this study, Cordyceps militaris was grown in a liquid medium containing colloidal chitin. A chitinase was purified from the supernatant or cultured medium by ammonium sulfate fractionation, DEAE-Sephadex A-25 and Sephadex G-50 column chromatography. Optimum temperature and pH of this enzyme were $35^{\circ}C$ and 5.5, respectively. The molecular weight of the chitinase was estimated to be 48.5 kDa by SDS-PAGE and its Km value was 0.57 mM. The activity of this enzyme was inhibited by $Cu^{2+},\;Mn^{2+},\;Hg^{2+},\;Zn^{2+},\;CO_{3}^{2-},\;SO_4^{2-},\;CN^-,\;ion,\;and\;OCN^-$ maleic anhydride, acetic anhydride or N-bromo succinimide, especially strongly inhibited by sodium cyanate for 84.0 percentage. But its activity wag slightly stimulated by $Mg^{2+}\;and\;K^+$ ion, respectively. The products formed during hydrolysis of the hexa-N-acetylchitohexaose with this enzyme were N,N'-diacetylchitobiose and N,N',N'-triacetylchitotriose. These results imply that this purified enzyme may be an endo-chitinase.
A bacterial strain, designated as WY22, producing extracellular chitinase was isolated from the soil around the Youngduck area, after enrichment culture in a medium containing $1{\%}$ (w/v) wet colloidal chitin as a sole carbon source. The isolate was identified as a strain of Bacillus sp. based on its morphological and physiological characteristics. It was observed that Bacillus sp. WY22 could inhibit the growth of Fusarium oxysporum with hyphal extention-inhibition assay on potato dextrose agar plate supplemented with $1{\%}$ collidal chitin. Optimum culture conditions of Bacillus sp. WY22 were examined for chitinase production in a chitin medium. High level production of chitinase was observed not only in the chitin medium but in a medium supplemented with $1{\%}$ N-glucosamine or lactose instead of chitin. The optimum concentrations of colloidal chitin and yeast extract were 3.0 and $0.5{\%}$, and the optimum culture conditions for initial pH of medium and temperature were 7.0 and $30^{\circ}C$, respectively, for the production of chitinase.
An extracellular chitinase-producing bacterial strain induced by colloidal chitin was isolated from sea sand and was identified to be a member of the genus Cytophaga. The chitinase was purified successively by 30-60% ammonium sulfate fractionation, and DEAE-Bio gel A column, Octyl-Sepharose CL-4B column, and DEAE-Bio gel A column chromatographies. The enzyme had a molecular mass of 59.75 kDa, and the amino terminal amino acid sequence was ATPNAPVISW MPTDXXLQNXS. The enzyme acted better on colloidal chitin as a substrate than on chitosan. For colloidal chitin and chitosan (Degree of Acetylation, 15-25%), $K_{cat}$ values were 0.60U/mg and 0.08U/mg, respectively. HPLC analysis of the enzymatic reaction products showed that the chitinase produced mostly N-acetyl-D-glucosarnine and di-N-acetylchitobiose. The optimum temperature and pH for the enzyme were $50^{\circ}C$ and 4.0, respectively. N-Bromosuccinimide and $Hg^{2+}$ inhibited the chitinase activity as much as 90%, and $Sb^{3+}$, diethylpyrocarbonate, and $Ag^{+}$ inhibited it by 50-70%.
Various Trichoderma spp. were evaluated for the development of biofungicides to control soilborne pathogen, Rhiztonia solani, Various Trichoderma spp. were initially tested for their ability to inhibit growth of R. solani by inhibition zone test. Inhibition zones of 3∼5 mm toward R. solani were detected on PDA agar plates. The parasitic activity of strains, the activities of cell-wall-degrading enzymes such as glucanases and chitinases, were also evaluated. Highest activities of glucanase and chitinase were 3.5 U/ml and 0.9 U/ml, respectively, Isolated Trichoderma spp. also exhibited good growth with currently used agrochemicals, which represents that the isolated biofungicides can be mutually used with agrochemicals.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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