Background: The objective of this study was to develop an efficient selectable marker for transgenic Dunaliella salina. Results: Tests of the sensitivity of D. salina to the antibiotic chloramphenicol and the herbicide Basta$^{(R)}$ showed that cells ($1.0{\times}10^6cells/ml$) treated with 1000 or $1500{\mu}g/ml$ chloramphenicol died in 8 or 6 days, respectively, whereas D. salina cells ($1.0{\times}10^6cells/ml$) treated with 5, 10, 20, or $40{\mu}g/ml$ Basta$^{(R)}$ died in 2 days. Therefore, D. salina is more sensitive to Basta$^{(R)}$ than to chloramphenicol. To examine the possibility of using the phosphinothricin N-acetyltransferase (pat) gene as a selectable marker gene, we introduced the pat genes into D. salina with particle bombardment system under the condition of helium pressure of 900 psi from a distance of 3 cm. PCR analysis confirmed that the gene was stably inserted into the cells and that the cells survived in $5{\mu}g/ml$ Basta$^{(R)}$, the medium used to select the transformed cells. Conclusions: The findings of this study suggest that the pat gene can be used as an efficient selectable marker when producing transgenic D. salina.
A positive selectable marker system was adapted for transformation of mature embryo-derived calli of Indica rice (Oryza sativa L.) utilizing the PMI gene encoding for phosphomannose-isomerase that converts mannose-6-phosphate to fructose-6-phosphate. The transformed cells grew on medium supplemented with 3% mannose as carbon source and calli were selected on media containing various concentrations of mannose. Molecular analyses showed that the transformed plants contained the PMI gene. The results indicate that the mannose selection system can be used for Agrobacterium-mediated transformation of mature embryo in rice to substitute the use of conventional selectable markers in genetic transformation.
식물세포의 형질전환을 위한 새로운 표지유전자의 개발은 식물유전공학의 중요한 관건이 되고 있다. 본 실험은 독성 adenosine 유도체인 9-$\beta$-D-arabinofuranosyl adenine (Ara-A)과 cordycepin등에 저항을 나타내는 adenosine deaminase (ADA) 유전자를 새로운 식물세포의 형질전환용 표지유전자로 사용코자 수행하였다. 정상식물체에서는 치사하는 농도인 Ara-A 100 $\mu$M과 cordycepin 50 $\mu$M이 함유된 선발배지에서 ADA 유전자에 의하여 형질전환된 연초식물체는 생존이 가능하였으며 성공적으로 형질전환체를 선발할 수 있었다. 또한 형질전환된 연초식물체에서 획득한 종자도 동일한 선발배지에서 ADA 유전자가 유전된 종자와 유전되지 않은 종자를 쉽게 구별할 수 있었다. 이런 결과는 동물유전자인ADA 유전자를 연초조직의 새로운 형질전환용 표지유전자로 사용할 수 있음을 시사한다.
Meiyalaghan, Sathiyamoorthy;Pringle, Julie M.;Barrell, Philippa J.;Jacobs, Jeanne M.E.;Conner, Anthony J.
Plant Biotechnology Reports
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제4권4호
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pp.293-301
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2010
The feasibility of two strategies for transgene pyramiding using Agrobacterium-mediated transformation was investigated to develop a transgenic potato (Solanum tuberosum L. cv. Iwa) with resistance to potato tuber moth (PTM) (Phthorimaea operculella (Zeller)). In the first approach, cry1Ac9 and cry9Aa2 genes were introduced simultaneously using a kanamycin (nptII) selectable marker gene. The second approach involved the sequential introduction (re-transformation) of a cry1Ac9 gene, using a hygromycin resistance (hpt) selectable marker gene, into an existing line transgenic for a cry9Aa2 gene and a kanamycin resistance (nptII) selectable marker gene. Multiplex polymerase chain reaction (PCR) confirmed the presence of the specific selectable marker gene and both cry genes in all regenerated lines. The relative steady-state level of the cry gene transcripts in leaves was quantified in all regenerated lines by real-time PCR analysis. Re-transformation proved to be a flexible approach to effectively pyramid genes for PTM resistance in potato, since it allowed the second gene to be added to a line that was previously identified as having a high level of resistance. Larval growth of PTM was significantly inhibited on excised greenhouse-grown leaves in all transgenic lines, although no lines expressing both cry genes exhibited any greater resistance to PTM larvae over that previously observed for the individual genes. It is anticipated that these lines will permit more durable resistance by delaying the opportunities for PTM adaptation to the individual cry genes.
Kim, Hye Min;Lee, Sang Mi;Park, Hyo Young;Kang, Man-Jong
Reproductive and Developmental Biology
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제38권2호
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pp.71-77
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2014
The specific genetic modification in porcine somatic cells by gene targeting has been very difficult because of low efficiency of homologous recombination. To improve gene targeting, we designed three kinds of knock-out vectors with ${\alpha}1,3$-galactosyltransferase gene (${\alpha}1,3$-GT gene), DT-A/pGT5'/neo/pGT3', DT-A/NLS/pGT5'/neo/pGT3' and pGT5'/neo/ pGT3'/NLS. The knock-out vectors consisted of a 4.8-kb fragment as the 5' recombination arm (pGT5') and a 1.9-kb fragment as the 3' recombination arm (pGT3'). We used the neomycin resistance gene (neo) as a positive selectable marker and the diphtheria toxin A (DT-A) gene as a negative selectable marker. These vectors have a neo gene insertion in exon 9 for inactivation of ${\alpha}1,3$-GT locus. DT-A/pGT5'/neo/pGT3' vector contain only positive-negative selection marker with conventional targeting vector. DT-A/NLS/pGT5'/neo/pGT3' vector contain positive-negative selection marker and NLS sequences in upstream of 5' recombination arm which enhances nuclear transport of foreign DNA into bovine somatic cells. pGT5'/neo/pGT3'/NLS vector contain only positive selection marker and NLS sequence in downstream of 3' recombination arm, not contain negative selectable marker. For transfection, linearzed vectors were introduced into porcine ear fibroblasts by electroporation. After 48 hours, the transfected cells were selected with $300{\mu}g/ml$ G418 during 12 day. The G418-resistant colonies were picked, of which 5 colonies were positive for ${\alpha}1,3$-GT gene disruption in 3' PCR and southern blot screening. Three knock-out somatic cells were obtained from DT-A/NLS/ pGT5'/neo/pGT3' knock-out vector. Thus, these data indicate that gene targeting vector using nuclear localization signal and negative selection marker improve targeting efficiency in porcine somatic cells.
Selectable marker gene systems are vital for the development of transgenic plants, but the presence of selectable marker genes encoding antibiotic or herbicide resistance in genetically modified plants poses a number of problems. A lot of research results and various techniques have been developed to produce marker-free GM plants. The aim of this review is to describe the principal methods used for eliminating selectable marker genes to generate marker-free GM plants, concentrating on the three significant methods(co-transformation, site-specific recombinase-mediated excision, non-selected transformation) in several marker-free techniques.
교배와 원형질체 융합을 통한 배수체인 야생형 산업균주의 개발을 위하여, hybrid의 선별표지로서 우성의 선별표지인 aureobasidin A 내성이 사용될 수 있는 지를 알아보고자 하였다. 선별배지에서 aureobasidin A의 최적농도는 야생형 균주인 경우 SD와 YPD 배지에서는 0.5 ${\mu}g$/mL 이상이었고, SG와 YPG에서는 0.2-0.3 ${\mu}g$/mL 이었다. 한편 호흡결여돌연변이주는 야생형 균주보다 훨씬 높은 농도의 aureobasidin A에도 내성이 있음을 나타내었다. 우리는 K114/YIP균주의 전분분해 능력이 배수체 야생형 산업 균주에 전달 될 수 있는지를 이 방법을 통하여 관찰하였다. 반수체 영양요구성 균주 K114/YIP에 aureobasidin에 대한 내성을 부여하는 pAUR112가 도입된 균주와 야생형 균주 KL 혹은 C6와의 rare-mating 후 aureobasidin A 함유 배지에서 성장한 hybrid를 분리할 수 있었다. Hybrid는 전분분해 능력을 함유하고 있었을 뿐 아니라 두 양친의 특성을 동시에 지녔으며, 전자현미경 관찰 결과에서도 hybrid는 양친주의 특성을 모두 갖는 것으로 나타났다.
Protoplasts were isolated from mesophyll of tobacco(Nicotiana glauca) transformed with kanamycin-resistant gene (NPT II gene) and potato hairy root callus containing Ri plasmid of Agrobacterium rhiEogenes, and protoplasm fusion was made between the isolated protoplasts. The transgenic tobacco leaf tissue could grow on the media containing high concentrations of kanamycin, but not on the phytohormone-free media. On the other hand, the potato hairy root calli could be cultured on the phytohormone-free media but not on media containing more than 40 ㎍/ml kanamycin. In these conditions, the viability of both protoplasts were above 90%, These selection markers were used for the selection of protoplasts fused between the two, i.e. protoplast fusion was detected using selection media containing 100㎍/ml kanamycin and with no phytohormone. The mixture of 1.0% cellulase, 0.3% macerozyme, and 0.7M mannitol was best for the maximum protoplast production for tobacco, and that of 2.0% cellulase, 2.0% macerozyme, 1.0% dricelase, and 0.5M mannitol for potato. Both tobacco mesophyll and potato callus protoplasts were fused by using PEG solution on the selectable medium. Cell walls were regenerated after 5 days in this medium, and colonies were alive until 4 weeks after cultural, but died after 6 weeks.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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