• 대한의생명과학회지
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• 제26권2호
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• pp.114-119
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• 2020

Of the various types of mice used for genome editing, conditional knock-out (cKO) mice serve as an important model for studying the function of genes. cKO mice can be produced using loxP knock-in (KI) mice in which loxP sequences (34 bp) are inserted on both sides of a specific region in the target gene. These mice can be used as KO mice that do not express a gene at a desired time or under a desired condition by cross-breeding with various Cre Tg mice. Genome editing has been recently made easy by the use of third-generation gene scissors, the CRISPR-Cas9 system. However, very few laboratories can produce mice for genome editing. Here we present a more efficient method for producing loxP KI mice. This method involves the use of an HDR vector as the target vector and ssODN as the donor DNA in order to induce homologous recombination for producing loxP KI mice. On injecting 20 ng/µL of ssODN, it was observed that the target exon was deleted or loxP was inserted on only one side. However, on injecting 10 ng/µL of the target HDR vector, the insertion of loxP was observed on both sides of the target region. In the first PCR, seven mice were identified to be loxP KI mice. The accuracy of their gene sequences was confirmed through Sanger sequencing. It is expected that the loxP KI mice produced in this study will serve as an important tool for identifying the function of the target gene.

• 한국환경농학회지
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• 제40권3호
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• pp.186-193
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• 2021

BACKGROUND: Before generating transgenic plant using the CRISPR-Cas9 system, the efficiency test of sgRNAs is recommended to reduce the time and effort for plant transformation and regeneration process. The efficiency of the sgRNA can be measured through the transient expression of sgRNA and Cas9 gene in tomato cotyledon; however, we found that the calculated efficiency showed a large variation. It is necessary to increase the precision of the experiment to obtain reliable sgRNA efficiency data from transient expression. METHODS AND RESULTS: The cotyledon of 11^th, 15^th, 19^th, and 23^rd-day-old tomato (Solanum lycopersicum cv. Micro-Tom) were used for expressing CRISPR-Cas9 transiently. The agrobacterium harboring sgRNA for targeting ALS2 gene of tomato was injected through the stomata of leaf adaxial side and the genomic DNA was extracted in 5 days after injection. The target gene edition was identified by amplifying DNA fragment of target region and analyzing with Illumina sequencing method. The target gene editing efficiency was calculated by counting base deletion and insertion events from total target sequence read. CONCLUSION: The CRISPR-Cas9 editing efficiency varied with tomato cotyledon age. The highest efficiency was observed at the 19-day-old cotyledons. Both the median and mean were the highest at this stage and the sample variability was also minimized. We found that the transgene of CRISPR-Cas9 system was strongly correlated with plant leaf development and suggested the optimum cotyledon leaf age for Agrobacterium-mediated transfection in tomato.

• BMB Reports
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• 제56권2호
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• pp.102-107
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• 2023

Genome editing using CRISPR-associated technology is widely used to modify the genomes rapidly and efficiently on specific DNA double-strand breaks (DSBs) induced by Cas9 endonuclease. However, despite swift advance in Cas9 engineering, structural basis of Cas9-recognition and cleavage complex remains unclear. Proper assembly of this complex correlates to effective Cas9 activity, leading to high efficacy of genome editing events. Here, we develop a CRISPR/Cas9-RAD51 plasmid constitutively expressing RAD51, which can bind to single-stranded DNA for DSB repair. We show that the efficiency of CRISPR-mediated genome editing can be significantly improved by expressing RAD51, responsible for DSB repair via homologous recombination (HR), in both gene knock-out and knock-in processes. In cells with CRISPR/Cas9-RAD51 plasmid, expression of the target genes (cohesin SMC3 and GAPDH) was reduced by more than 1.9-fold compared to the CRISPR/Cas9 plasmid for knock-out of genes. Furthermore, CRISPR/Cas9-RAD51 enhanced the knock-in efficiency of DsRed donor DNA. Thus, the CRISPR/Cas9-RAD51 system is useful for applications requiring precise and efficient genome edits not accessible to HR-deficient cell genome editing and for developing CRISPR/Cas9-mediated knockout technology.

• 생명과학회지
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• 제29권5호
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• pp.537-544
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• 2019

유전자 가위를 이용한 게놈편집 기술의 등장은 다양한 분야에서 분자육종에 대한 관심을 유발하였으며, 3세대 유전자가위 CRISPR 기술의 개발은 게놈편집을 통한 분자육종 시대를 가속화하고 있다. 본 연구에서는 최근 개발된 3세대 유전자 가위 CRISPR/Cas9을 이용하여 국내 보급품종인 백옥잠의 BmBLOS 유전자를 편집하여 돌연변이를 유도하고 유전형 및 표현형 검사를 통하여 유전자가위를 이용한 누에 분자육종가능성을 분석하고 이용기술을 확보하고자 하였다. 유전자 편집을 위하여 백옥잠의 BmBLOS 유전자의 염기서열을 구명하고, 이를 바탕으로 3종의 가이드 RNA를 합성하였다. 합성된 gRNA는 Cas9 단백질과 복합체를 형성시킨 후 BM-N 누에 세포주에 도입 후 T7 endonuclease I 분석을 통하여 편집효율이 가장 높은 B4N gRNA를 선발하였다. 누에 유전자를 편집하기 위하여 Cas9/B4N gRNA를 누에 초가 배아에 미세주사하고 사육하였다. 미세주사 후 부화율은 18% 가량으로 낮게 나타났으나 생존한 개체 중 돌연변이 발생율은 40% 이상으로 비교적 높게 나타났다. 또한 유전자 편집 G0 세대누에 중 70% 가량에서 표현형의 변화가 관찰되었고, 염기서열 분석결과 대부분의 개체에서 BmBLOS 유전자가 정상과 돌연변이가 같이 존재하는 이형접합자 형태로 나타났으며, 그 유전형 또한 모든 개체에서 다르게 나타났다. 이러한 결과에 비추어 볼 때 CRISPR/Cas9 시스템을 이용한 누에 분자육종의 가능성은 매우 높을 것으로 예상되나, 유전자 편집효율을 개선하고 동형접합자를 얻기 위한 교배 및 선발방법에 대한 지속적인 연구가 필요하다고 판단된다.

• 한국버섯학회지
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• 제20권3호
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• pp.178-182
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• 2022

버섯의 오랜 역사에도 불구하고 버섯의 유전적 기능과 분자유전학을 응용한 신품종 개발에 대한 연구는 크게 부족한 상황이다. 그러나 최근 유전자 가위인 CRISPR/Cas를 이용한 새로운 유전자 교정 기술이 개발됨에 따라 버섯 연구에서 이 기술을 이용한 다양한 시도가 이루어지고 있다. 특히 선택의 용이성을 위해 외래 유전자 삽입 없이도 고효율로 유전자 편집이 가능한 RNPs를 활용한 연구가 활발히 진행되고 있다. 그러나 RNPs는 원형질체의 세포막을 통과하기에 Cas9이 너무 거대하고 guide RNA가 쉽게 파괴된다는 단점을 가지고 있다. 이러한 단점을 극복하기 위하여 세포막 통과에 용이한 미네랄 성분인 CaP와 PAA를 조합하여 Nanoparticle을 형성함으로써 극복하고자 했다. 표고버섯 단핵 균주인 산조705-13을 이용하여 원형질체 분리에 적합한 Osmotic buffer를 찾기 위하여 0.6M과 1.2M의 Sucrose, Sorbitol, Mannitol, KCl을 처리하였고 그 결과 0.6M Sucrose가 가장 적합한 osmotic buffer임을 확인하였다. 또한 CaP으로 RNPs와 Nanoparticle 복합체를 형성하고 이 복합체가 RNase A로부터 RNPs의 기능을 온전히 보호하는 것을 확인할 수 있었다.

• 농업과학연구
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• 제46권4호
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• pp.885-895
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• 2019

Plant biotechnologists have long dreamed of technologies to manipulate genes in plants at will. This dream has come true partly through the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9 technology, which now has been used to edit genes in several important crops. However, there are many restrictions in editing a gene precisely using the CRISPR/Cas9 technology because CRISPR/Cas9 may cause deletions or additions in some regions of the target gene. Several other technologies have been developed for gene targeting and precision editing. Among these, base editors might be the most practically and efficiently used compared to others. Base editors are tools which are able to cause a transition from cytosine into thymine, or from adenine into guanine very precisely on specific sequences. Cytosine base editors basically consist of nCas9, cytosine deaminase, and uracil DNA glycosylase inhibitor (UGI). Adenine base editors consist of nCas9 and adenine deaminase. These were first developed for human cells and have since also been applied successfully to crops. Base editors have been successfully applied for productivity improvement, fortification and herbicide resistance of crops. Thus, base editor technologies start to open a new era for precision gene editing or breeding in crops and might result in revolutionary changes in crop breeding and biotechnology.

• Mycobiology
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• 제49권6호
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• pp.599-603
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• 2021

CRISPR/Cas9 genome editing systems have been established in a broad range of eukaryotic species. Herein, we report the first method for genetic engineering in pyogo (shiitake) mushrooms (Lentinula edodes) using CRISPR/Cas9. For in vivo expression of guide RNAs (gRNAs) targeting the mating-type gene HD1 (LeA1), we identified an endogenous LeU6 promoter in the L. edodes genome. We constructed a plasmid containing the LeU6 and glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (LeGPD) promoters to express the Cas9 protein. Among the eight gRNAs we tested, three successfully disrupted the LeA1 locus. Although the CRISPR-Cas9-induced alleles did not affect mating with compatible monokaryotic strains, disruption of the transcription levels of the downstream genes of LeHD1 and LeHD2 was detected. Based on this result, we present the first report of a simple and powerful genetic manipulation tool using the CRISPR/Cas9 toolbox for the scientifically and industrially important edible mushroom, L. edodes.

• Journal of Microbiology and Biotechnology
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• 제29권5호
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• pp.667-686
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• 2019

Streptomyces are attractive microbial cell factories that have industrial capability to produce a wide array of bioactive secondary metabolites. However, the genetic potential of the Streptomyces species has not been fully utilized because most of their secondary metabolite biosynthetic gene clusters (SM-BGCs) are silent under laboratory culture conditions. In an effort to activate SM-BGCs encoded in Streptomyces genomes, synthetic biology has emerged as a robust strategy to understand, design, and engineer the biosynthetic capability of Streptomyces secondary metabolites. In this regard, diverse synthetic biology tools have been developed for Streptomyces species with technical advances in DNA synthesis, sequencing, and editing. Here, we review recent progress in the development of synthetic biology tools for the production of novel secondary metabolites in Streptomyces, including genomic elements and genome engineering tools for Streptomyces, the heterologous gene expression strategy of designed biosynthetic gene clusters in the Streptomyces chassis strain, and future directions to expand diversity of novel secondary metabolites.

• Journal of Plant Biotechnology
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• 제44권1호
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• pp.89-96
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• 2017

CRISPR/Cas9 기술은 생명공학을 활용한 신품종 작물육성에 있어 패러다임 변혁을 가져다 줄 핵심 기반기술이다. 본 연구에서는 CRISPR/Cas9를 이용하여 유전자편집기술을 기존에 알려진 방법보다 쉽고 정확하게 실험 할 수 있도록 sgRNA 디자인, 벡터구축, 형질전환체 육성 및 분석 등을 자세히 기술하였다. sgRNA는 http://www.rgenome.net/ 사이트에서 NGG 영역을 중심으로 하여 target-up: 5'-ggcaGNNNNNNNNNNNNNNNNNNNN-3'과 target-down: 5'-aaacNNNNNNNNNNNNNNNNNNNNC-3'의 올리고를 디자인하였다. 식물형질전환용 벡터는 pPZP-Cas9-RGEN을 기본으로 하였으며, sgRNA의 프로모터는 OsU3를 이용하여 pPZP::35S::Cas9::PinII-OsU3::sgRNA::Bar-Gen 순으로 구축하였다. 형질전환체의 육성은 단기형질전환 Agrobacterium 법을 사용하였으며 재분화 식물체를 얻는데48일 정도 소요되었다. 형질전환체 유무는 genomic PCR 분석으로 single copy 선발은 TaqMan PCR로 분석하였다. 정밀유전자편집 식물체는 T1 세대에서 T-DNA 삽입되지 않은 식물체를 Bar-strip에 의해 선발하였다. 선발된 식물체의 sgRNA 영역의 염기배열 조사에 의해 유전자 편집 식물체를 육성하였다. 따라서 본 연구에서 CRISPR/Cas9 system에 의한 정밀유전자편집 기술을 이용하여 보다 빠르고 쉽고 경제적으로 유전자가 편집된 개체를 확보할 수 있었다. 본 실험에서 확립된 system은 상업용 식물 계통육성에 이용 가능하여 육종적 가치가 매우 클 것으로 사료된다.

• 의료법학
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• 제23권1호
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• pp.121-148
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• 2022

유전자가위 CRISPR-Cas9은 유전자편집을 위한 생명과학기술 가운데 하나로서 무한한 잠재력을 지니고 있다. 이는 인류에게 많은 혜택을 줄 수도 있으며, 또는 예측하기 어려운 도전과제를 남겨줄 수도 있다. 유전자편집의 표준 또는 규제를 위한 거버넌스는 이러한 기술로부터 발생할 수 있는 연구자의 과학 발전을 위한 목적과 윤리적 책무 사이의 충돌을 합리적으로 해결해기 위한 절차적 방식이다. 관련 연구자들을 비롯한 그의 연구로부터 영향을 받을 수 있는 당사자들이 거버넌스 절차를 통해서 연구자들의 유전자가위 CRISPR-Cas9을 남용한 연구를 경계하기 위한 그들의 책임의식 향상에 기여하여야 한다. 이러한 거버넌스 절차는 연구자들의 책임의식을 어떻게 효과적이고 실효적으로 고양시켜줄 것인지 확인시켜줄 수 있다. 즉 세계적으로 논의되고 있는 유전자가위를 활용한 인간 배아에 대한 연구가 누구를 위해서 진행되는지 명확히 하여야 한다. 연구를 통한 과학적 호기심의 해결이 유전자가위를 활용한 인간 배아 연구의 목적이 될 수도 있다. 하지만 이러한 연구의 목적인 인간 배아는 단순한 연구의 도구로 취급되어서는 안된다. 그러므로 거버넌스는 유전자치료에 관한 연구를 장려하는 것과 더불어 연구자들의 책임의식을 고양하여야 한다. 그렇지 않으면, 과학 발전만을 위한 연구만 남을 것이고, 이러한 연구는 인류에게 기술을 통한 혜택보다 오히려 불행을 초래할 수 있다. 그러므로 이 글은 연구자의 책임의식을 고양하기 위한 거버넌스를 중심으로 연구하는 것을 내용으로 한다.