Park, Dong-Seok;Yoon, Mijung;Kweon, Jiyeon;Jang, An-Hee;Kim, Yongsub;Choi, Sun-Cheol
Molecules and Cells
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v.40
no.11
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pp.823-827
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2017
Genome editing using programmable nucleases such as CRISPR/Cas9 or Cpf1 has emerged as powerful tools for gene knock-out or knock-in in various organisms. While most genetic diseases are caused by point mutations, these genome-editing approaches are inefficient in inducing single-nucleotide substitutions. Recently, Cas9-linked cytidine deaminases, named base editors (BEs), have been shown to convert cytidine to uridine efficiently, leading to targeted single-base pair substitutions in human cells and organisms. Here, we first report on the generation of Xenopus laevis mutants with targeted single-base pair substitutions using this RNA-guided programmable deaminase. Injection of base editor 3 (BE3) ribonucleoprotein targeting the tyrosinase (tyr) gene in early embryos can induce site-specific base conversions with the rates of up to 20.5%, resulting in oculocutaneous albinism phenotypes without off-target mutations. We further test this base-editing system by targeting the tp53 gene with the result that the expected single-base pair substitutions are observed at the target site. Collectively, these data establish that the programmable deaminases are efficient tools for creating targeted point mutations for human disease modeling in Xenopus.
Mesenchymal stem cells (MSCs) are effective in treating autoimmune diseases and managing various conditions, such as engraftment of allogeneic islets. Additionally, autologous and HLA-matched allogeneic MSCs can aid in the engraftment of human allogeneic kidneys with or without low doses of tacrolimus, respectively. However, HLA alloantigens are problematic because cell therapy uses more HLA-mismatched allogeneic cells than autologous for convenience and standardization. In particular, HLA-mismatched MSCs showed increased Ag-specific T/B cells and reduced viability faster than HLA-matched MSCs. In CRISPR/Cas9-based cell therapy, Cas9 induce T cell activation in the recipient's immune system. Interestingly, despite their immunogenicity being limited to the cells with foreign Ags, the accumulation of HLA alloantigen-sensitized T/B cells may lead to allograft rejection, suggesting that alloantigens may have a greater scope of adverse effects than foreign Ags. To avoid alloantigen recognition, the β2-microglobulin knockout (B2MKO) system, eliminating class-I MHC, was able to avoid rejection by alloreactive CD8 T cells compared to controls. Moreover, universal donor cells in which both B2M and Class II MHC transactivator (CIITA) were knocked out was more effective in avoiding immune rejection than single KO. However, B2MKO and CIITA KO system remain to be controlled and validated for adverse effects such as the development of tumorigenicity due to deficient Ag recognition by CD8 T and CD4 T cells, respectively. Overall, better HLA-matching or depletion of HLA alloantigens prior to cell therapy can reduce repetitive transplantation through the long-term survival of allogeneic cell therapy, which may be especially important for patients seeking allogeneic transplantation.
Jong-Nam Oh;Mingyun Lee;Gyung Cheol Choe;Dong-Kyung Lee;Kwang-Hwan Choi;Seung-Hun Kim;Jinsol Jeong;Chang-Kyu Lee
Animal Bioscience
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v.36
no.8
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pp.1180-1189
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2023
Objective: Discovering the mechanism of cell specification is important to manipulate cellular lineages. To obtain lineage-specific cell lines, the target lineage needs to be promoted, and counterpart lineages should be suppressed. Embryos in the early blastocyst stage possess two different cell populations, the inner cell mass (ICM) and trophectoderm. Then, cells in the ICM segregate into epiblasts (Epi) and primitive endoderm (PrE). PrE cells in embryos show specific expression of platelet-derived growth factor (PDGF) and its receptor, PDGF receptor A (PDGFRA). In this study, we suppressed PDGF signaling using two methods (CRISPR/Cas9 injection and inhibitor treatment) to provide insight into the segregation of embryonic lineages. Methods: CRISPR/Cas9 RNAs were injected into parthenogenetically activated and in vitro fertilized embryos. The PDGF receptor inhibitor AG1296 was treated at 0, 5, 10, and 20 µM concentration. The developmental competence of the embryos and the number of cells expressing marker proteins (SOX2 for ICM and SOX17 for PrE) were measured after the treatments. The expression levels of the marker genes with the inhibitor were examined during embryo development. Results: Microinjection targeting the PDGF receptor (PDGFR) A reduced the number of SOX17-positive cell populations in a subset of day 7 blastocysts (n = 9/12). However, microinjection accompanied diminution of Epi cells in the blastocyst. The PDGF receptor inhibitor AG1296 (5 µM) suppressed SOX17-positive cells without reducing SOX2-positive cells in both parthenogenetic activated and in vitro fertilized embryos. Within the transcriptional target of PDGF signaling, the inhibitor significantly upregulated the Txnip gene in embryos. Conclusion: We identified that PDGF signaling is important to sustain the PrE population in porcine blastocysts. Additionally, treatment with inhibitors was a better method to suppress PrE cells than CRISPR/Cas9 microinjection of anti-PDGF receptor α gene, because microinjection suppressed number of Epi cells. The PDGF receptor might control the number of PrE cells by repressing the proapoptotic gene Txnip. Our results can help to isolate Epi-specific cell lines from blastocysts.
CRISPR/Cpf1 has emerged as a new CRISPR-based genome editing tool because, in comparison with CRIPSR/Cas9, it has a different T-rich PAM sequence to expand the target DNA sequence. Single-base editing in the microbial genome can be facilitated by oligonucleotide-directed mutagenesis (ODM) followed by negative selection with the CRISPR/Cpf1 system. However, single point mutations aided by Cpf1 negative selection have been rarely reported in Corynebacterium glutamicum. This study aimed to introduce an amber stop codon in crtEb encoding lycopene hydratase, through ODM and Cpf1-mediated negative selection; deficiency of this enzyme causes pink coloration due to lycopene accumulation in C. glutamicum. Consequently, on using double-, triple-, and quadruple-base-mutagenic oligonucleotides, 91.5-95.3% pink cells were obtained among the total live C. glutamicum cells. However, among the negatively selected live cells, 0.6% pink cells were obtained using single-base-mutagenic oligonucleotides, indicating that very few single-base mutations were introduced, possibly owing to mismatch tolerance. This led to the consideration of various target-mismatched crRNAs to prevent the death of single-base-edited cells. Consequently, we obtained 99.7% pink colonies after CRISPR/Cpf1-mediated negative selection using an appropriate single-mismatched crRNA. Furthermore, Sanger sequencing revealed that single-base mutations were successfully edited in the 99.7% of pink cells, while only two of nine among 0.6% of pink cells were correctly edited. The results indicate that the target-mismatched Cpf1 negative selection can assist in efficient and accurate single-base genome editing methods in C. glutamicum.
Since the development of the first genetically-modified mouse, transgenic animals have been utilized for a wide range of industrial applications as well as basic research. To date, these transgenic animals have been used in functional genomics studies, disease models, and therapeutic protein production. Recent advances in genome modification techniques such zinc finger nuclease (ZFN), transcription activator-like effector nucleases (TALEN), and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRIPSR)-Cas9, have led to rapid advancement in the generation of genome-tailored livestock, as well as experimental animals; however, the development of genome-edited poultry has shown considerably slower progress compared to that seen in mammals. Here, we will focus primarily on the technical strategies for production of transgenic and gene-edited chickens, and their potential for future applications.
Recombination activating gene-2 (RAG-2) plays a crucial role in the development of lymphocytes by mediating recombination of T cell receptors and immunoglobulins, and loss of RAG-2 causes severe combined immunodeficiency (SCID) in humans. Rag-2 knockout mice created using homologous recombination in ES cells have served as a valuable immunodeficient platform, but concerns have persisted on the specificity of Rag-2-related phenotypes in these animals due to the limitations associated with the genome engineering method used. To precisely investigate the function of Rag-2, we recently established a new Rag-2 knockout FVB mouse line ($Rag-2^{-/-}$) manifesting lymphopenia by employing a CRISPR/Cas9 system at Center for Mouse Models of Human Disease. In this study, we further characterized their phenotypes focusing on histopathological analysis of lymphoid organs. $Rag-2^{-/-}$ mice showed no abnormality in development compared to their WT littermates for 26 weeks. At necropsy, gross examination revealed significantly smaller spleens and thymuses in $Rag-2^{-/-}$ mice, while histopathological investigation revealed hypoplastic white pulps with intact red pulps in the spleen, severe atrophy of the thymic cortex and disappearance of follicles in lymph nodes. However, no perceivable change was observed in the bone marrow. Moreover, our analyses showed a specific reduction of lymphocytes with a complete loss of mature T cells and B cells in the lymphoid organs, while natural killer cells and splenic megakaryocytes were increased in $Rag-2^{-/-}$ mice. These findings indicate that our $Rag-2^{-/-}$ mice show systemic lymphopenia with the relevant histopathological changes in the lymphoid organs, suggesting them as an improved Rag-2-related immunodeficient model.
CD47 (integrin-associated protein), a multi-spanning transmembrane protein expressed in all cells including red blood cells (RBCs) and leukocytes, interacts with signal regulatory protein ${\alpha}$ ($SIRP{\alpha}$) on macrophages and thereby inhibits phagocytosis of RBCs. Recently, we generated a novel C57BL/6J CD47 knockout ($CD47^{-/-}$ hereafter) mouse line by employing a CRISPR/Cas9 system at Center for Mouse Models of Human Disease, and here report their hematological phenotypes. On monitoring their birth and development, $CD47^{-/-}$ mice were born viable with a natural male-to-female sex ratio and normally developed from birth through puberty to adulthood without noticeable changes in growth, food/water intake compared to their age and sex-matched wild-type littermates up to 26 weeks. Hematological analysis revealed a mild but significant reduction of RBC counts and hemoglobin in 16 week-old male $CD47^{-/-}$ mice which were aggravated at the age of 26 weeks with increased reticulocyte counts and mean corpuscular volume (MCV), suggesting hemolytic anemia. Interestingly, anemia in female $CD47^{-/-}$ mice became evident at 26 weeks, but splenomegaly was identified in both genders of $CD47^{-/-}$ mice from the age of 16 weeks, consistent with development of hemolytic anemia. Additionally, helper and cytotoxic T cell populations were considerably reduced in the spleen, but not in thymus, of $CD47^{-/-}$ mice, suggesting a crucial role of CD47 in proliferation of T cells. Collectively, these findings indicate that our $CD47^{-/-}$ mice have progressive hemolytic anemia and splenic depletion of mature T cell populations and therefore may be useful as an in vivo model to study the function of CD47.
Junghyun Ryu;Fernanda C. Burch;Emily Mishler;Martha Neuringer;Jon D. Hennebold;Carol Hanna
Journal of Animal Reproduction and Biotechnology
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v.37
no.4
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pp.292-297
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2022
Direct injection of CRISPR/Cas9 into zygotes enables the production of genetically modified nonhuman primates (NHPs) essential for modeling specific human diseases, such as Usher syndrome, and for developing novel therapeutic strategies. Usher syndrome is a rare genetic disease that causes loss of hearing, retinal degeneration, and problems with balance, and is attributed to a mutation in MYO7A, a gene that encodes an uncommon myosin motor protein expressed in the inner ear and retinal photoreceptors. To produce an Usher syndrome type 1B (USH1B) rhesus macaque model, we disrupted the MYO7A gene in developing zygotes. Identification of appropriately edited MYO7A embryos for knockout embryo transfer requires sequence analysis of material recovered from a trophectoderm (TE) cell biopsy. However, the TE biopsy procedure is labor intensive and could adversely impact embryo development. Recent studies have reported using cell-free DNA (cfDNA) from embryo culture media to detect aneuploid embryos in human in vitro fertilization (IVF) clinics. The cfDNA is released from the embryo during cell division or cell death, suggesting that cfDNA may be a viable resource for sequence analysis. Moreover, cfDNA collection is not invasive to the embryo and does not require special tools or expertise. We hypothesized that selection of appropriate edited embryos could be performed by analyzing cfDNA for MYO7A editing in embryo culture medium, and that this method would be advantageous for the subsequent generation of genetically modified NHPs. The purpose of this experiment is to determine whether cfDNA can be used to identify the target gene mutation of CRISPR/Cas9 injected embryos. In this study, we were able to obtain and utilize cfDNA to confirm the mutagenesis of MYO7A, but the method will require further optimization to obtain better accuracy before it can replace the TE biopsy approach.
Cheljong Hong;Jun Hee Han;Gue-Ho Hwang;Sangsu Bae;Pil Joon Seo
BMB Reports
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v.57
no.1
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pp.66-70
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2024
Prime editors (PEs), which are CRISPR-Cas9 nickase (H840A)-reverse transcriptase fusion proteins programmed with prime editing guide RNAs (pegRNAs), can not only edit bases but also install transversions, insertions, or deletions without both donor DNA and double-strand breaks at the target DNA. As the demand for in-locus tagging is increasing, to reflect gene expression dynamics influenced by endogenous genomic contexts, we demonstrated that PEs can be used to introduce the hemagglutinin (HA) epitope tag to a target gene locus, enabling molecular and biochemical studies using in-locus tagged plants. To promote genome-wide in-locus tagging, we also implemented a publicly available database that designs pegRNAs for in-locus tagging of all the Arabidopsis genes.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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