A continuous enrichment culture procedure was used to isolate bacteria from various soil sources capable of suppressing large patch disease of turfgrass. Six isolates consistently suppressed large patch in turfgrass, and ranged in the spectrum of extracellular enzymes that they expressed. The best disease- suppressing isolate, TBM912, expressed protease, CMCase, and pectinase activity and inhibited the growth of Rhizectonin solani and Betrytis cinerea in vitro. Here we show that this strain also produces an antibiotic that was identified by TLC, SDS-PACE and HPLC analysis as lipopeptide.
A Bacillus strain capable of hydrolyzing locust bean gum was isolated as a producer of extracellular mannanase by way of an enrichment culture in an acidic medium from homemade soybean pastes. The isolate YB-1401 showed a biochemical identity of 61.1% with Brevibacillus laterosporus, while the nucleotide sequence of its 16S rDNA had the highest similarity with that of Bacillus amyloliquefaciens. The mannanase productivity of the Bacillus sp. YB-1401 was drastically increased by mannans. Particularly, maximum mannanase productivity was reached at approximately 265 U/ml in LB medium supplemented with konjac glucomannan (4.0%). The mannanase was the most active at $55^{\circ}C$ and pH 5.5. Mannanase activity was completely maintained after pre-incubation at pH 3.5 to 11.0 for 1 h. The predominant products resulting from the mannanase hydrolysis were mannobiose and mannotriose for LBG, guar gum or mannooligosaccharides. A small amount of mannose was also detected in the hydrolyzates.
A bacterial strain, designated as WY22, producing extracellular chitinase was isolated from the soil around the Youngduck area, after enrichment culture in a medium containing $1{\%}$ (w/v) wet colloidal chitin as a sole carbon source. The isolate was identified as a strain of Bacillus sp. based on its morphological and physiological characteristics. It was observed that Bacillus sp. WY22 could inhibit the growth of Fusarium oxysporum with hyphal extention-inhibition assay on potato dextrose agar plate supplemented with $1{\%}$ collidal chitin. Optimum culture conditions of Bacillus sp. WY22 were examined for chitinase production in a chitin medium. High level production of chitinase was observed not only in the chitin medium but in a medium supplemented with $1{\%}$ N-glucosamine or lactose instead of chitin. The optimum concentrations of colloidal chitin and yeast extract were 3.0 and $0.5{\%}$, and the optimum culture conditions for initial pH of medium and temperature were 7.0 and $30^{\circ}C$, respectively, for the production of chitinase.
Alkaline bacterium producing a high pro-tease activity at low temperature was isolated by using enrichment culture from soil samples and identified as Bacil-lus sp. WRD-1 Cell growth was maximal at 10 hours and the optimal initial pH and culture time of culture condition for enzyme production was pH 7 and 10 hours, respectively. Temperature range of high enzyme activity were $10~40^{\circ}C$. The optimal pH and temperature for the enzyme activity were pH9 and $30^{\circ}C$.
20 bacterial strains capable of growing on phenol minimal medium were isolated from soil and wastewater by the enrichment culture technique, and among them, one isolate which was the best in the cell growth was selected and identified as Bacillus sp. SH3 by its characteristics. Strain SH3 could grow with phenol as the sole carbon source up to 15 mM, but did not grow in minimal medium containing above 20 mM of phenol. The optimal conditions of temperature and initial pH for growth and phenol degradation were 30$^{\circ}$C and 7.5, respectively. This strain could grow on various aromatic compounds such as catechol, protocatechuic acid, gentisic acid, o-, m-, p-cresol, benzoic acid, p-hydroxybenzoic acid, anthranilic acid, phenyl acetate and pentachlorophenol, and the growth-limiting log P value of strain SH3 on organic solvents was 3.1. In batch culture, strain SH3 degraded 97% of 10 mM phenol in 48 hours. In continuous culture under the conditions of 20 mM of influent phenol concentration and 0.050 hr$^{-1}$ of dilution rate, the treatment rate of phenol was 94%.
The Bacterial community structure and its complexity of the enrichment culture during the isolation and screening of imidacloprid-degrading strain were studied using denaturating gradient gel electrophoresis analysis. The dominant bacteria in the original tea rhizosphere soil were uncultured bacteria, Rhizobium sp., Sinorhizobium, Ochrobactrum sp., Alcaligenes, Bacillus sp., Bacterium, Klebsiella sp., and Ensifer adhaerens. The bacterial community structure was altered extensively and its complexity reduced during the enrichment process, and four culturable bacteria, Ochrobactrum sp., Rhizobium sp., Geobacillus stearothermophilus, and Alcaligenes faecalis, remained in the final enrichment. Only one indigenous strain, BCL-1, with imidacloprid-degrading potential, was isolated from the sixth enrichment culture. This isolate was a gram-negative rod-shaped bacterium and identified as the genus Ochrobactrum based on its morphological, physiological, and biochemical properties and its 16S rRNA gene sequence. The degradation test showed that approximately 67.67% of the imidacloprid (50 mg/l) was degraded within 48 h by strain BCL-1. The optimum conditions for degradation were a pH of 8 and $30^{\circ}C$. The simulation of imidacloprid bioremediation by strain BCL-1 in soil demonstrated that the best performance in situ (tea soil) resulted in the degradation of 92.44% of the imidacloprid (100 mg/g) within 20 days, which was better than those observed in the ex situ simulations that were 64.66% (cabbage soil), 41.15% (potato soil), and 54.15% (tomato soil).
In order to produce alkaline protease, psychrotrophic Bacterium which have high enzyme activity, was isolated by using enrichment culture from soil samples and identified as genus Bacillus sp. The optimal pH and temperature for the enzyme activity were pH 6 and $40^{\circ}C$. The temperature range of high enzyme activity was $20{\sim}40^{\circ}C$. The optimal initial pH of culture condition for enzyme was pH 6. The most favorable carbon and nitrogen sources for the production of protease by Bacillus sp. WRD-2 were 3% maltose and 4% yeast extract, respectively.
A bacterium, which was named to be Bacillus sp. E64-2, capable of degrading endosulfan was isolated from the environmental sample using enrichment culture technique. The Bacillus sp. E64-2 was able to degrade 99% of 10 mg/L endosulfan in the culture media within 7 days at $30^{\circ}C$. Endosulfan diol was the only intermediate by the endosulfan degrading bacterial culture and the pH value of the culture media was significantly increased to pH 8.4 from pH 7.0 after 7 days of incubation. When the endosulfan and the crude extract of the strain were incubated, endosulfan diol was a major metabolite. Both the enzymatic reaction and the pH-increasing effect contribute to the degradation of endosulfan by the bacterial culture.
For more convenient and rapidly isolation of Bacillus thuringiensis subsp. israelensis(Bti), 1) heat treatment spore forming bacteria, 2) growth in enrichment culture media for Bacillus sp. and 3) selection of bacteria producing a lecithinase for Bacillus thuringiensis subsp. israelensis, were performed. Spore forming bacteria were counted 4.8 $\times $ 10$^{8}$cells/g soil on NAPGCY media, 9.2 $\times $ 10$^{7}$cells/g soil on NA media, and 3.6 $\times $ 10$^{8}$cells/g soil on NAAC media, respectively. Bacteria producing only a lecithinase were reached at 25.2% on medium contained egg york, bacteria only producing a delta-endotoxin were reached at 23.2% by phase contrast microscope, and bacteria producing a lecithinase & a delta-endotoxin simultaneously were reached at 13.7%. Bacillus thuringiensis which producing a lecithinase and a delta-endotoxin simultaneously among bacteria producing a lecithinase, were reached at 56.5%; A half of Bacillus thuringiensis was produced a delta-endotoxin, but not produced a lecithinase. Among 8 isolates of Bacillus thuringiensis, two strain of Bti which has a mosquito-cidal toxin, were detected by PCR using a specific primer of $\delta $-endotoxin gene from Bti.
This study was performed to investigate the effects of microbial augmentation on the biological treatment of paper mill wastewater. Three bacteria (KN11, KN13, KN27) capable of degrading aromatic compounds and a bacterial strain (GT21) producing an extracellular cellulase were isolated from soil and wastewater by selective enrichment culture. Through morphological, physiological, and biochemical taxonomies, isolated strains of KN11, KN13, KN27, and GT21 were identified as Acinetobacter sp., Neisseria sp., Bacillus sp., and Pseudomonas sp. and named Acinetobacter sp. KN11, Neisseria sp. KN13, Bacillus sp. KN27, and Pseudomonas sp. GT21, respectively. For analysis of non-biodegradable and chemical oxygen demand (COD)-increasing matter in a paper mill wastewater, we utilized GC/MS to detect aromatic compounds and their derivatives containing several substituted functional groups. The microbial augmentation, J30 formulated with the mixture of bacteria including Acinetobacter sp. KN11, Neisseria sp. KN13, Bacillus sp. KN27, and Pseudomonas sp. GT21, was used for the treatment of paper mill wastewater. The optimum temperature and pH for COD removal of the microbial augmentation, J30, were $30^{\circ}C$ and 7.5, respectively. For evaluation of the industrial applicability of the microbial augmentation, J30 in the pilot test, treatment efficiency was examined using paper mill wastewater. The microbial augmentation, J30, showed a COD removal rate of 87%. On the basis of the above results, we designed the wastewater treatment process of the activated sludge system.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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