Ⅰ. 서론
위장 질환은 전 세계 인구 중 4~5%가 한 번 이상 경험하는 소화기 질환 중에서도 가장 흔한 질환이다1). 과거에는 중년 이상의 연령층에서 주로 발병하였으나 문화의 발달, 스트레스, 복잡한 사회생활 등 수 많은 요인이 원인이 되어 최근에는 10대까지 낮아지고 있는 추세이다2). 소화기 질환 중 위점막에 발생하는 염증성 질환을 통틀어 위염이라 하는데, 위벽은 총 4개의 층 (점막층, 점막하층, 근육층, 장막층)으로 이루어져 있으며 위 점막이 손상된 경우를 위염이라 하고, 두번째 층 이상이 손상되어 점막하층이 드러난 경우를 위궤양이라 한다1, 3)
급성위염은 위 점막에 염증이 일어나는 질환으로, 불규칙한 식사와 폭식, 뜨겁거나 차가운 음식, 부패한 음식물 섭취등으로 인해 야기되며 식욕부진, 위부의 불쾌감 등의 상을 나타내고 전신 권태를 느끼게 한다4-6). 위염의 원인으로는 위 점막에 대한 공격인자와 방어인자 간의 균형이 깨짐으로써 나타난다는 ‘balance theory’가 가장 설득력 있는 이론으로 받아들여지고 있으며7), 韓醫學에서는 呑酸, 吐酸, 嘈囃, 懊恨등의 內傷의 諸轉變症에서 원인, 증상. 치법. 치방의 언급이있다8).
대표적인 위 점막 보호제로는 Sllen, Scralfate, Tprenone이 있지만 두통, 식욕부진 등과 같은 부작용이 나타나고 복용량이 많다는 단점이 있어 개량된 약물의 개발이 필요한 것으로 보이며9), 위산 분비 억제 효능을 가진 위염 및 위궤양치료제인 proton pump inhibitor (PPI)류와 H2-receptorantagonist는 충분히 그 효과를 입증하였지만 위장 장애를일으키거나 발진, 두드러기 등의 부작용 뿐 아니라 위궤양 및만성 난치성 위염에 대해서는 치료의 한계를 보이는 경우가있다11, 12). 천연물은 현재 비교적 흔히 사용되고 있는 안전성이 뛰어난 약물로 알려져 있으며, 위염 및 위궤양의 원인을차단하여 좋은 첨가제 또는 치료제로 쓰일 것이라 기대하고있다13).
地黃 (Rehmannia glutinosa (Gaertner) Liboschitz)은현삼과 (Scrophulariaceae)에 속하는 다년초로서, 우리나라,중국 및 일본 등 각지에서 재배된다. 뿌리를 약용으로 하며,造血作用, 滋潤作用 및 消炎作用 등으로 전통치료요법에 널리사용되어 왔으며14), 용도에 따라 韓醫學에서는 뿌리의 생것을生地黃, 쪄서 말린 것을 熟地黃, 건조시킨 것을 乾地黃이라한다15). 생지황 및 건지황에는 stigmasterol, campesterol,\(\beta\)-sitosterol, \(\gamma\)-butyl amino acid, fatty acids, catalpol,glucose, norcarotenoid, carbohydrate, rehmanin, stachyose,arginine 등의 성분이 함유되어 있으며, 숙지황에는 stachyose,raffinose, mannotriose, sucrose, glucose, galactose,verbascose, fructose 등의 당류와 \(\beta\)-sitosterol, arginine,catalpol, vitamin A, mannitol 등이 소량으로 함유되어 있다고 보고되어 있다16). 生地黃은 현재 우리나라에서 건강기능식품 소재의 부원료로 허가되어 있어 기능성 식품소재로써의활용 가능성이 크다고 생각된다15). 生地黃은 항산화 및 대사질환에 대한 효과가 보고되어 있으나17, 18), 항염증 효과에 대한 연구는 보고된 바가 없었기에 본 연구를 시작하게 되었다.
본 연구에서는 生地黃이 HCl/Ethanol으로 유발된 급성 위염에 어떠한 영향을 미치는지 알아보기 위하여 生地黃 추출물을 투여하고 1시간 뒤, 150 mM HCl/60% ethanol를 사용하여 급성 위염을 유발하였고, 유발 1시간 후 위 조직을 적출하였다. 육안적 위 손상도 측정, 혈액 내 산화적 스트레스 바이오마커 변화를 확인하였고, 염증 cytokine 및 매개인자 측정,항산화인자를 측정하여 유의한 결과를 얻었기에 이를 보고하는 바이다.
Ⅱ. 재료 및 방법
1. 재료
1) 약재
본 실험에 사용되어진 生地黃 (한국산)은 한우리약초 (서울, 한국)에서 구입하여 사용하였다. 약재는 300 g을 건조시켜 69.2 g을 얻었으며, 약재 69.2 g에 30% ethanol 10배 용량을 가하여 24시간 동안 추출한 후, 감압농축기 (BuchiB-4580, Switzerland)로 농축하여 파우더 29.12 g (수율42.08%)을 얻었다. 生地黃 파우더는 사용하기 직전까지 냉동보관 (-80℃)하였다.
2) 시약
본 실험에 사용된 (DPPH) 2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl,(ABTS) 7 mM 2,2'-azino-bis (3-ethylbenzothiazoline6-sulphonic acid), Folin-Ciocalteu’s phenol reagent,sodium carbonate, diethylene glycol, gallic acid, naringin,sodium hydroxide, potassium phosphate dibasic,potassium phosphate monobasic은 Sigma-Aldrich Co.(St. Louis, MO, USA)에서 구입하여 사용하였다. Nitrocellulosemembranes은 Amersham GE Healthcare (Little. Chalfont,UK)에서 구입하여 사용하였고, (Nrf2) nuclear factor erythroid2-related factor 2, (HO-1) heme oxygenase-1, (SOD)super oxide dismutase, (NF-\(\kappa\)Bp65) phosphorylation ofnuclear factor-kappa B p65, (COX-2) cyclooxygenase-2,(iNOS) inducible nitric oxide synthase, (TNF-\(\alpha\)) tumornecrosis factor-alpha, (IL-6) interleukin-6, histone과\(\beta\)-actin은 Santa Cruz Biotechnology (Santa Cruz, CA,USA)로부터 구입하였다. Rabbit lgG antibody, Mouse lgGantibody인 2차 항체는 GeneTex, Inc. (San Antonio, TX,USA)에서 구입하여 사용하였다. 또한 DMSO, Proteaseinhibitor mixture, ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)는 Wako Pure Chemical Industries, Ltd. (Osaka. Japan)에서 구입하여 실험에 사용하였다. 2', 7'Dichlorofluoresceindiacetate (DCFH-DA)와 Dihydrorhodamine 123는 MolecularProbes (Eugene, OR, U.S.A.)에서, Sucrose octasulfatealuminum complex (Sucralfate)는 Sigma aldrich (St.Louis, MO, USA)로부터 구입하여 사용하였다. 단백질 정량을 위한 BCA protein assay kit는 Thermo Scientific(Rockford, IL, USA)에서 구입하였고, ECL Western BlottingDetection Reagents는 GE Healthcare에서 구입하여 사용하였다.
3) 동물
6주령 수컷 ICR 마우스 40마리를 오리엔트 (경기, 한국)에서 구입하였으며, 실험실 환경에 7일간 적응시킨 후 실험을진행하였다. 동물 사육실은 conventional system으로 운영되어 온도 22±2℃, 습도 50±5%, 명암주기 (light : darkcycle)는 12시간 주기로 조절되도록 설정하였다. 사료 (조단백질 18% 이상, 조지방 5.0% 이상, 조회분 8.0% 이하, 0.85%이상, 칼슘 1.0% 이상, 조섬유 5.0% 이하, 칼륨 0.55% 이상,나트륨 0.25% 이상, 마그네슘 0.15% 이상, NIH-41, ZeiglerBros, Inc. (USA)와 물을 충분히 공급하였다. 그리고 동물실험은 대구한의대학교 동물실험 윤리위원회 (InstitutionalAnimal Care and Use Committee : IACUC)의 승인 (승인번호:2018-071)을 받아 진행하였으며, 효율적인 관리 및 윤리적, 과학적 타당성 검토를 위하여 동물관리 규정을 준수하였다.
2. 방법
1) Total polyphenol, Total flavonoid 함량 측정
Total 폴리페놀 함량은 Folin-Denis 법19)을 이용하여 측정하였다. 각 시료 10 ㎕ (100 ㎎/㎖)과 DW 790 ㎕ 및 FolinCiocalteau’s phenol reagent 50 ㎕를 혼합한 뒤, 1분간 실온에서 반응시킨 다음, 20% sodium carbonate 150 ㎕를 더하여 실온에서 2시간 반응시키고 UV 분광광도계 (spectrophotometer) (Infinite M200, Tecan, Salzburg, Austria)765 ㎚에서 흡광도를 측정하였다. gallic acid를 사용하여 표준 검량선을 구하였으며, 시료추출물의 총 페놀 함량을 산출하였다.
2) DPPH 라디칼 소거 활성 측정
추출한 시료의 자유 라디칼 소거능 측정을 위해 DPPHfree radical 소거법21)을 이용하였다. 시료 100 ㎕와 Ethanol에 녹인 60 mM DPPH용액을 100 ㎕ 넣어 혼합한 후, 실온에서 차광하여 30분간 반응시키고 UV 분광광도계 540 ㎚에서 흡광도를 측정하였다. 전자공여능은 아래의 식에 의해 계산하였다.
DPPH Radical scavenging activity (%) = {(ODcontrol – ODsample)/ODcontrol}×100
ODcontrol : 시료가 들어가지 않은 경우의 흡광도
ODsample : 시료가 들어간 경우의 흡광도
3) ABTS 라디칼 소거 활성 측정
추출한 시료의 항산화능을 알아보기 위해 ABTS 자유 라디칼소거능을 측정하였다. 7 mM ABTS와 2.45 mM potassiumpersulfate를 DW에 녹인 다음 실온의 암소 상태에서 약 18시간 이상 방치하여 ABTS+을 형성 시킨 후, 이 반응액을415 ㎚에서 에탄올을 이용하여 흡광도 0.70±0.02로 보정하였다. 보정한 용액 95 ㎕와 시료 5 ㎕를 첨가하고 암소상태에서 15분 동안 반응시킨 후 UV 분광광도계 415 ㎚에서 흡광도를 측정하였다. 전자공여능은 아래의 식에 의해 계산하였다.
ABTS Radical scavenging activity (%) = {(ODcontrol – ODsample)/ODcontrol}×100
ODcontrol : 시료가 들어가지 않은 경우의 흡광도
ODsample : 시료가 들어간 경우의 흡광도
4) 위 점막 손상 유발 및 동물 처치
실험 전 날까지 충분한 고형사료와 물을 공급하였고, 24시간 동안 절식시킨 뒤 실험을 진행하였다. 실험군은 아무런처치를 하지 않은 정상군 (Nor), 증류수 경구 투여 1시간 후위염을 유발한 대조군 (Veh), 양성대조군인 sucralfate를 10mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을유발한 양성대조군 (SC), 生地黃을 50 mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을 유발한 군 (RL), 生地黃을 100 mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후위염을 유발한 군 (RH)으로 군당 8마리씩 5그룹으로 구분하여 실험을 실시하였다. 위염 유발은 150 mM HCl/60%ethanol을 각 0.55 ㎖씩 경구 투여하여 유발하였으며, 1시간뒤 isoflurane (Sigma Aldrich)으로 흡입 마취하여 희생한뒤 위 조직을 적출하였다.
실험군은 각 군별로 8마리씩 5군으로 나누었다
① 정상군 (Nor):아무런 처치를 하지 않은 정상군
② 대조군 (Veh):증류수를 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을 유발한 대조군
③ sucralfate 투여군 (SC):sucralfate 10 mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을 유발한 군
④ 生地黃 50 ㎎/㎏ 투여군 (RL):生地黃을 50 mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을 유발한 군
⑤ 生地黃 100 ㎎/㎏ 투여군 (RH):生地黃을 100 mg/kg body weight으로 경구 투여한 뒤 1시간 후 위염을 유발한 군
5) 조직학적 관찰
위 조직을 적출한 뒤, 광학 디지털 카메라 (DSCHX50V,Sony, Tokyo, Japan)를 이용하여 촬영하였다. 위 점막의 손상도는 I-Solution lite (Innerview Co., Gyeonggido,Korea) 프로그램을 이용하여 측정하였으며, 위 손상 부위의면적을 측정한 후, 위 전체 면적과 비교하여 정상군에 대한손상정도의 비율로 표시하였다.
6) 산화적 스트레스 바이오마커 측정
산화적 스트레스 바이오 마커인 ROS (Reactive OxygenSpecies) 측정은 혈청을 25 mM 2',7'-dichlorofluoresceindiacetate (DCF-DA)와 혼합시켜준 뒤, 형광 광도계를 이용하여 emission 파장 535 ㎚와 excitation 파장 485 ㎚에서0분부터 5분 간격으로 40분간 측정하여 산출된 값을 계산하였다.
ONOO-는 혈청과 DHR123 buffer (rhodamin buffer, 5mM DTPA, 10mM DHR123)를 혼합한 후, 37℃에서 5분간교반해주었다. 그 다음 형광 광도계를 이용하여 emission 파장 535 ㎚와 excitation 파장 485 ㎚에서 0분부터 5분 간격으로 40분간 측정하여 산출된 값을 계산하였다. ROS 및ONOO-의 실험방법은 Ali et al22) 과 Kooy et al23)의 방법을이용하여 시행하였다.
7) 단백질 발현량 분석
위의 세포질 내 단백질을 측정하기 위해 위 조직을 100mM Tris-HCl (pH 7.4), 2 mM MgCl2, 5 mM Tris-HCl(pH 7.5), 15 mM CaCl2, 0.1 M DTT, 1.5 M sucrose, 0.1M DTT, protease inhibitor cocktail을 첨가한 buffer A를넣고 조직 분쇄기 (tissue grinder) (Biospec Product,Bartlesville, OK, USA)로 분쇄한 후 30분 뒤 10% NP-40용액을 첨가하였다. 그 후 4℃에서 2분간 12,000 rpm으로원심분리 하여 세포질을 포함하고 있는 상층액을 분리하였다.핵 내 단백질을 측정하기 위해 10% NP-40가 더해진 bufferA에 세 번 헹구고 150 ㎍의 buffer C (50 mM HEPES, 0.3mM NaCl, 50 mM KCl, 0.1 mM EDTA, 1 mM DTT, 0.1mM PMSF, 10% glycerol)를 첨가한 다음 재부유시킨 후 10분마다 vortex를 3번 하였다. 4℃에서 10분간 12,000 rpm으로 원심 분리 한 뒤, 핵을 포함하고 있는 상층액을 분리하여 실험 전까지 −80℃에서 각각 냉동 보관하였다. 위 조직세포질의 HO-1, SOD, COX-2, iNOS, TNF-\(\alpha\), IL-6, \(\beta\)-actin 단백질과 핵에서의 Nrf2, NF-\(\kappa\)Bp65, histone 단백질의 발현량을 측정하기 위하여 8-12 ㎍의 단백질을 10-14% SDS polyacrylamide gel을 이용하여 전기연동 후,acrylamide gel을 nitrocellulose membrane으로 이동시켰다. membrane을 준비한 뒤에 각각의 1차 antibody를 처리하여 4℃에서 overnight 시킨 다음 PBS-T로 8분마다 6회세척하고, 각각 처리한 1차 항체에 알맞은 2차 항체 (PBS-T로 1:3000으로 희석해서 사용)를 사용하여 상온에서 2시간반응시킨 후, PBS-T로 8분마다 8회 세척하였다. 그리고membrane을 enhanced chemiluminescence (ECL) 용액에담구어 묻혀준 뒤, Sensi-Q2000 Chemidoc (Lugen SciCo., Ltd., Seoul, Korea)에 감광시켜 단백질 발현 정도를확인하였다. 그 후, 발현된 band를 ATTO DensitographSoftware (ATTO Corporation, Tokyo, Japan) 프로그램을이용하여 정량하여 수치화 하였다.
8) 통계분석
In vitro의 결과 값은 평균과 표준편차로 나타내었으며, in vivo의 결과 값은 평균과 표준오차로 나타내었다. SPSS program for windows version 25 (SPSS Inc., Chicago,USA)를 사용하여 one-way analysis of variance (ANOVA)와 Student T test로 각 자료의 통계적 유의성을 검증하였다. 대조군과 투여군 사이에 p-value < 0.05 일 때 유의성이 있는 것으로 판정하였다.
Ⅲ. 결과
1. Total polyphenol 및 Total flavonoid 함량 측정
生地黃 30% ethanol 추출물의 total 폴리페놀 및 total 플라보노이드 함량을 측정한 결과, total 폴리페놀의 함량은3.69±0.02 ㎎/g으로 나타났으며, total 플라보노이드 함량은 1.50±0.07 ㎎/g으로 나타났다. total 폴리페놀은 gallicacid, total 플라보노이드는 naringin을 표준물질로 standardcurve를 작성하여 값을 산출하였다 (Table 1).
Table 1. Total Polyphenol and Flavonoid Content of Ethanol Extract from Rehmannia Radix
The results are expressed the mean±SD
2. DPPH free radical 소거능 측정
DPPH free radical 소거법을 이용하여 추출한 시료의 freeradical 소거능을 측정하였으며, 대조군으로는 L-ascorbicacid를 사용하였다. 실험 결과, 대조군인 L-ascorbic acid의IC50값은 1.43±0.04 ㎍/㎖로 나타났으며, 生地黃 30%ethanol 추출물의 IC50값은 524.43±4.14 ㎍/㎖으로 나타났다 (Table 2).
Table 2. Scavenging Activity of Ethanol Extract from Rehmannia Radix on DPPH Free Radicals
The results are expressed the mean±SD
3. ABTS free radical 소거능 측정
추출한 시료의 항산화능을 알아보기 위해 ABTS freeradical 소거능을 측정하였으며, 대조군으로는 L-ascorbicacid를 사용하였다. 대조군인 L-ascorbic acid의 IC50값은3.71±0.03 ㎍/㎖으로 나타났으며, 生地黃 30% ethanol 추출물의 IC50값은 700.54±4.68 ㎍/㎖으로 나타났다 (Table 3).
Table 3. Scavenging Activity of Ethanol Extract from Rehmannia Radix on ABTS Free Radicals
The results are expressed the mean±SD
4. 위 점막 손상도 변화
위 점막 손상 정도를 육안적으로 관찰한 결과, 150 mMHCl/60% ethanol로 위염을 유발한 대조군은 선명한 점막손상과 출혈이 관찰되었으며 生地黃 투여군에서 손상부위가 뚜렷하게 감소되는 것을 확인할 수 있었다 (Fig. 1). 정상군 1.0±0.2 (AU), 대조군 107.4±18.4 (AU), Sucralfate 투여군76.1±9.5 (AU), 生地黃 50 mg/kg 투여군 38.7±6.0 (AU),生地黃 100 mg/kg 투여군 24.4±3.4 (AU)로 나타났다.
Fig. 1. Effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the gross lesions in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
Nor; Normal mice Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg.
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
生地黃 50 mg/kg 투여군에서는 대조군에 비하여 유의성있게 감소 (p<0.01) 하였으며, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서도 대조군에 비해 유의성 있게 감소 (p<0.001)하였다 (Fig. 2).
Fig. 2. Optical change stomach tissues of HCl/ethanol-induced acute gastritis mice.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group.
Significance: **p<0.01, ***p<0.001 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg.
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
5. 혈액 내 산화적 스트레스 바이오마커 변화
1) ROS
혈청 내 ROS 생성량은 정상군 19644±3431, 대조군81,006±6,810, Sucralfate 투여군 60,191±3,890, 生地黃50 mg/kg 투여군 57,827±5,106, 生地黃 100 mg/kg 투여군 50,389±9,656로 나타났다.
정상군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.001)하였으며, Sucralfate 투여군, 生地黃 50 mg/kg 투여군, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 또한 대조군에 비하여 유의성있게 감소 (p<0.05)하였다 (Fig. 3).
Fig. 3. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the ROS level in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group.
Significance: *p<0.05, ***p<0.001 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg.
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
2) ONOO -
혈청 내 ONOO- 생성량은 정상군 9,373±369, 대조군11,629±465, Sucralfate 투여군 10,591±526, 生地黃 50mg/kg 투여군 9,872±528, 生地黃 100 mg/kg 투여군9,584±219로 나타났다.
정상군과 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여유의성 있게 감소 (p<0.01)하였으며, 生地黃 50 mg/kg 투여군에도 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.05)하였다. (Fig. 4).
Fig. 4. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the ONOO- level in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05, **p<0.01 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
6. 항산화 단백질 분석
1) Nrf2
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 Nrf2의발현은 정상군 1.00±0.11, 대조군 0.81±0.10, Sucralfate투여군 0.89±0.12, 生地黃 50 mg/kg 투여군 1.00±0.12,生地黃 100 mg/kg 투여군 1.13±0.10로 나타나 生地黃100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 증가(p<0.01)되었다 (Fig. 5).
Fig. 5. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the Nrf2 protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: **p<0.01 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
2) HO-1
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 HO-1의발현은 정상군 1.00±0.13, 대조군 0.67±0.08, Sucralfate투여군 0.77±0.08, 生地黃 50 mg/kg 투여군 0.91±0.09,生地黃 100 mg/kg 투여군 1.14±0.09로 나타나 정상군과生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 증가 (p<0.05)되었다 (Fig.6).
Fig. 6. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the HO-1 protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
3) SOD
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 SOD의발현은 정상군 1.00±0.11, 대조군 0.92±0.03, Sucralfate투여군 1.34±0.04, 生地黃 50 mg/kg 투여군 1.10±0.09,生地黃 100 mg/kg 투여군 0.98±0.10로 나타나 Sucralfate투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 증가 (p<0.05)되었다. (Fig. 7).
Fig. 7. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the SOD protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
7. 염증성 전사인자에 미치는 영향
1) NF-\(\kappa\)Bp65
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 NF-\(\kappa\)Bp65의 발현은 정상군 1.00±0.12, 대조군 1.66±0.10,Sucralfate 투여군 1.32±0.10, 生地黃 50 mg/kg 투여군 1.36±0.06, 生地黃 100 mg/kg 투여군 1.29±0.07로 나타나 Sucralfate 투여군과 生地黃 50 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.05)하였으며, 정상군과 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 또한 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.01)하였다 (Fig. 8).
Fig. 8. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the NF-\(\kappa\)Bp65 protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05, **p<0.01 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
8. 염증성 cytokine 발현에 미치는 영향
1) COX-2
위 조직에서 western blot을 측정한 결과 COX-2의 발현량은 정상군 0.93±0.04, 대조군 2.19±0.27, Sucralfate 투여군 2.20±0.27, 生地黃 50 mg/kg 투여군 1.63±0.26,生地黃 100 mg/kg 투여군 1.49±0.26로 나타나 정상군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.001)하였으며, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 또한 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.05)되었다 (Fig. 9).
Fig. 9. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the COX-2 protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05, ***p<0.001 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
2) iNOS
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 iNOS의 발현은 정상군 1.00±0.12, 대조군 2.49±0.43, Sucralfate 투여군 2.49±0.45, 生地黃 50 mg/kg 투여군 1.67±0.44,生地黃 100 mg/kg 투여군 1.49±0.46로 나타나 정상군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.01)하였으며, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 또한 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.05)되었다 (Fig. 10).
Fig. 10. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the iNOS protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: *p<0.05, **p<0.01 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
3) TNF-\(\alpha\)
위 조직에서 western blot을 실시 후 TNF-\(\alpha\)의 발현량을 확인한 결과 정상군 1.00±0.24, 대조군 3.15±0.44,Sucralfate 투여군 3.36±0.50, 生地黃 50 mg/kg 투여군 2.41±0.51, 生地黃 100 mg/kg 투여군 1.72±0.51로 나타나 정상군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.001)하였으며, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 또한 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.01)되었다 (Fig. 11).
Fig. 11. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the TNF-α protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: **p<0.01, ***p<0.001 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
4) IL-6
위 조직에서 western blot을 실시 후 측정한 결과 IL-6의 발현은 정상군 0.72±0.06, 대조군 4.98±0.28, Sucralfate 투여군 4.58±0.32, 生地黃 50 mg/kg 투여군 4.34±0.34,生地黃 100 mg/kg 투여군 3.58±0.33로 나타나 정상군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소 (p<0.001)되었다 (Fig.12).
Fig. 12. The effects of ethanol extract from Rehmannia Radix on the IL-6 protein expression in HCl/ethanol induced gastritis animal model.
All data are expressed means±S.E, n=8 mice per group. Significance: ***p<0.001 vs. HCl/ethanol induced gastritis mice by Student T test
Nor; Normal mice
Veh; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled water
SC; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of sucralfate 10 mg/kg
RL; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 50 mg/kg
RH; induced gastritis 1 hour after ingestion of distilled of ethanol extract from Rehmannia Radix 100 mg/kg
Ⅳ. 고찰
위의 상피 내막에 발생되는 염증을 위염이라 하며, 가장 흔한 증상으로는 상부 중앙 복부 통증과 메스꺼움, 구토, 트림,및 체중 감소 등이 보고되었다24). 위염과 관련된 한의 병증및 증상은 胃脘痛, 嘈雜, 吐血 등이 주요하고, 胃脹, 胃癉, 胃絡痛 등이 있다. 급성 위염의 병위는 胃, 膽, 肝, 脾와 관련이깊으며, 병기는 外邪犯胃, 脾胃虛弱 등으로 인해 胃失和降,胃絡失養하게 되어 발생한다25). 위염 및 위궤양은 하나의 원인이 아닌 여러 인자들이 복합적으로 작용하여 발병하며, 위점막에 염증이 일어나는 급성위염은 술이나 폭식, 뜨겁거나차거나 부패한 음식의 섭취, 불규칙한 식사 등으로 인하여 위점막에 염증이 야기된다26). 또한, 일반적으로 과도한 알코올섭취, 스트레스 및 비스테로이드성 항염증제 (NSAIDs)를 장기간 사용함으로써 유발되며, 이러한 외부 자극은 위장의 손상을 일으켜 그 결과로 위산 분비가 증가하게 되어 위 점막을손상시킨다24). 위산 분비의 대표적인 경로로는 histamine에의해 histamine 2 receptor (H2r)가 발현되는 경우,acetylcholine에 의해 muscarinic acetylcholine receptorM3 (M3r)가 활성화 되는 경우, gastrin에 의한 cholecystokinin2 receptor (CCK2r)의 활성화 등이 있는데. 위벽세포에서acetylcholine, histamine, gastrin 자극에 의하여 H2r,M3r 및 CCK2r 등이 활성화되면서 세포 내의 AMP와 Ca2+농도가 증가시키고 세포막에 존재하는 proton pump인H+/K+ATPase를 활성화시킨다. 이로 인해 HCl 분비가 증가되면서 위 점막의 손상에 관여하는 것으로 알려져 있다27-29). 현재 시중에서 사용되고 있는 위염・위궤양 치료제로는액의 소화력을 저하시키는 항펩신제, 위액을 중화시키는CaCO3, NaHCO3, Al(OH)3, MgO 및 위액의 분비를 억제시키는 점막 마취제, 항가스트린제, 항콜린제, H2-receptorantagonist, muscarine receptor antagonist, H+/K+-ATPase inhibitor (PPIs) 등이 있다30). 그러나 H2-receptorantagonist제제 투여로 장기간 위산 분비가 억제됨으로 점막방어기전이 약화되어 궤양이 재발하는 부작용이 발견되었고31),H+/K+-ATPase inhibitor제제 역시 장기간 투여 할 경우위산 분비가 억제되어 gastrin 분비가 증가하게 되고 이차적으로 장크롬 친화성 세포에 작용하여 산 분비가 더욱 증가된다고 보고되었다32, 34). 최근 천연물은 항균, 항암효과, 항돌연변이, 항산화 등과 같은 생리활성이 있는 자원으로 주목받고있으며, 각종 성인병 및 노화촉진의 주된 원인인 활성산소종(reactive oxygen species)과 자유라디칼 (free adical)과의유의한 관련성이 알려지면서 흔히 볼 수 있는 생약재에는 여러 가지 뛰어난 항산화 물질들이 존재하는 것으로 보고되고있다35).
生地黃은 玄蔘科 (현삼과: Scrophulariaceae)에 속하는 다년생 초본인 지황 (Rehmannia glutinosa )의 신선한 뿌리로, 性味는 寒, 甘苦, 無毒하고 歸經은 心, 肝, 腎의 3經이다.생지황의 차가운 성질은 열을 내려 혈액을 식히며 진액을 생성하여 갈증을 멈추게 하는 消渴작용을 하고, 淸熱生津, 凉血止血하여 熱病傷陰, 吐血, 衄血, 咽喉腫痛 등을 치료하는 약으로 쓰여졌으며, 한방에서 六味地黃丸, 瓊玉膏, 十全大補湯등의 처방에 사용되고 있다.17, 36, 37). 地黃은 生地黃, 乾地黃및 熟地黃 등으로 분류되어 있고, 각각의 약리적 활성 또한차이를 보이고 있으며, 종류에 따라 임상활용을 달리하여 왔다38, 39). 특히 生地黃은 地黃 중 약성이 가장 찬 약물이고 消炎作用이 강한 것으로 알려져 있으며, 滋潤作用 및 造血作用등 보음제로써 널리 사용되어 왔다14). 또한, iridoid glycoside,amino acid, carbohydrate, phenol성 물질, monoterpene등의 성분을 함유하며, 생지황의 지표성분인 catalpol은 iridoid배당체로 당뇨병, 신경변성질환, 신장병 등의 질병 치료에 사용되고, aucubin은 항산화, 항염증, 간보호 효과가 있다고알려져 있다40, 42). 면역생물학적 효과 및 항염증효과에 있어서 지황은 생쥐의 신경교성세포에 의한 TNF-α및 IL-1 의분비를 억제하였으며43), PGE2 생산에 관여하는 백혈구의cyclooxygenase 활성을 억제하였다44). 또한, 地黃의 catalpol은 당뇨 모델 쥐에서 혈중 글루코스의 농도를 낮추는 효과가보고되어 당뇨 치료에 있어 효과적인 물질로 사용되어 왔으며, 운동으로 인한 골격근에서의 AMPK 활성, IL-6 분비으로 인한 대사적 개선 효과가 있음이 밝혀져 있다45).
이와 같이 生地黃은 항산화효과46), 대사성질환에 대한 효과47), 항염증효과 및 면역반응 조절48) 등의 효과를 가지고 있음이 확인되어 있으므로, 항염증 및 면역반응과 관련이 깊은위염에 효과가 있을 것으로 예상된다. 이에 본 연구에서는 生地黃을 경구 투여 한 후, 150 mM HCl/60% ethanol로 유발된 급성 위염 동물모델에서 위 조직을 적출하여 육안적 위 손상도 측정, 혈액 내 산화적 스트레스 바이오마커 변화를 확인하였고, 염증 cytokine 및 매개인자 측정, 항산화 관련 단백질 변화에 대해 알아보고자 하였다.
生地黃 30% ethanol 추출물의 항산화 활성을 평가하기 위하여, DPPH 및 ABTS 라디칼 소거법을 활용하여 측정하였다. DPPH 라디칼 소거능은 추출물의 항산화 물질로부터DPPH 라디칼이 얻은 전자 혹은 수소가 반응하여 환원됨으로써 짙은 보라색이 탈색되어 흡광도가 감소하는 원리를 이용한측정방법으로 항산화 활성을 비교적 빠르게 평가할 수 있ㅌ어널리 이용되고 있는 방법이다49). ABTS 라디칼 소거법은potassium persulfate와 24시간 동안 반응시켜 생성된ABTS+ 라디칼이 추출물의 항산화 물질에 의해 제거되어 청록색이 탈색되는 원리를 이용한 방법이다. DPPH 라디칼 소거법은 유리라디칼이 소거되는 반면에 ABTS 라디칼 소거법은 양이온 라디칼이 제거되는 원리는 이용한다50). 生地黃30% ethanol 추출물 DPPH와 ABTS 라디칼 소거능을 측정한 결과, DPPH 라디칼 소거능의 IC50값은 524.43±4.14 ㎍/㎖로 나타났으며 ABTS 라디칼 소거능의 IC50값은 700.54±4.68 ㎍/㎖로 나타났다 (Table 1).
폴리페놀성 화합물은 식물에 널리 분포하는 2차 대사산물중 하나로써 다양한 분자구조를 가진다. 폴리페놀성 화합물은phenolic hydroxyl (OH) 기를 가지기 때문에 단백질 등 거대분자들과 결합하며, 항산화 및 항암 등 다양한 생리활성을 가지는 것으로 알려져 있다. 이 중 플라보노이드류 화합물은 2개의 방향족 고리를 포함한 3개의 링을 가지는 구조 (C6-C3-C6)로 각 링의 내부 작용기에 의해 항산화 활성을 가지며, 항산화제로서의 역할뿐만 아니라 항균, 항알레르기 및 항균 등의 활성을 나타내는 것으로 알려져 있다51). 生地黃 30%ethanol 추출물의 총 폴리페놀 및 플라보노이드의 함량을 측정해 본 결과, 총 폴리페놀의 함량은 3.69±0.02 ㎎/g로 나타났으며, 총 플라보노이드 함량은 1.50±0.07 ㎎/g로 나타났다 (Table 2).
본 실험에서는 HCl/ethanol을 이용하여 급성 위염을 유발시켰으며, ethanol은 위 점막을 자극하여 점막 손상 및 출혈을 일으키는 역할을 한다. 또한, HCl은 위 운동을 증가시켜위염을 더욱 악화시키는 역할을 하는 것으로 보고되어있다52).生地黃 30% ethanol 추출물을 경구 투여한 뒤 HCl/ethanol을 이용하여 급성위염을 유발하였으며, 억제 효과를 확인한결과, 아무런 처치를 하지 않은 정상군에서는 위 점막의 손상이 발견되지 않았으나 증류수를 처리하고 급성 위염을 유발한대조군에서는 HCl/ethanol에 의해 위 점막에서 출혈과 발적및 부종 등 손상 정도가 높게 나타났다. 生地黃 50 mg/kg 투여군과 生地黃 100 mg/kg 투여군에서의 위 점막 손상 정도는 대조군에 비하여 유의성 있는 감소를 나타내었다 (Fig. 1,2). 이러한 결과로 보아 生地黃은 급성 위염이 유발된 동물 모델에서 위 점막 손상 억제효과가 있다고 생각된다.
ROS는 체내 산화적 스트레스를 유도하는 호기성 대사과정의 부산물로써 지질, DNA, 단백질 등의 손상을 일으키는 원인이 된다53). ROS가 증가하면 인체 내 항상성 유지를 위해catalase 등과 같은 효소에 의해 산소와 물로 분해되지만, 생성이 과도하게 증가하거나 생성 증가가 자주 일어나게 되면불균형이 일어나 인체에 악영향을 미치게 된다54). ONOO-는O2-와 NO가 반응하여 생성되는데, 특히 염증 시에 호중구,내피세포 등에서 많이 생성되며, 전구체보다 훨씬 강력한 산화력을 지니고 있다. 이는 지질과산화 또는 thiol 등의 아미노산을 변형시켜 에너지대사, DNA손상 등을 초래한다55). 이렇게 유발된 산화적 스트레스는 알츠하이머 및 염증성질환 등의병리학적 진행과 노화과정에 있어 중요한 원인으로 생각되어지고 있다56). 본 실험에서 측정한 혈정 ROS는 Sucralfate 투여군, 生地黃 50 mg/kg 투여군, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있는 감소를 나타내었다 (Fig.3). 또한 혈청 ONOO-측정 결과, 生地黃 50 mg/kg 투여군,生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있는감소를 나타내었다 (Fig. 4). 이러한 결과를 통해 生地黃이 혈액 내 산화적 스트레스 인자인 ROS와 ONOO-를 조절하여 위점막의 손상을 억제함을 확인하였다.
과도하게 ROS가 생성되면 체내를 방어하기 위하여 glutathioneperoxidase (GPx), superoxide dismutase (SOD) 등과 같은 항산화 효소의 발현을 통해 ROS를 제거한다57). 또한, 항산화에 관여하는 핵심 메커니즘의 하나인 nuclear factorerythroid 2-related factor 2 (Nrf2)는 ROS에 의한 산화적손상을 받게 되면 Keap 1으로부터 분리되어 핵 안으로 이동하게 된다. 핵 안으로 이동한 Nrf2는 ARE에 결합해 HO-1등의 항산화 유전자의 전사를 활성화 시켜 단백질의 발현을증가시키고, 세포의 손상을 보호하며 항산화 시스템의 중요한역할을 한다58).
본 실험에서 Nrf2, HO-1, SOD의 발현량을 측정해본 결과, Nrf2와 HO-1의 발현량이 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있는 증가를 나타내었다 (Fig.5-7). 이러한 결과를 통해 生地黃이 항산화 단백질 중 Nrf2와 HO-1을 증가시킴으로써 위 점막의 손상 억제함을 확인하였다.
NF-\(\kappa\)B는 여러 가지의 cytokine에 의해 활성화되어지는전자 조절자로서, 염증이나 스트레스에 대한 생체 반응과 관련된 유전자들의 핵심 전사 조절자이다59). NF-\(\kappa\)B는 inhibitorykappa B (I\(\kappa\)B)와 함께 세포질 내에서 존재하며, 이러한 상태에서 활성화시키는 자극이 가해지면 I\(\kappa\)B는 인산화 과정을 거친 후 분해되어 NF-\(\kappa\)B는 핵 속으로 이동하여 target 유전자들의 전사를 야기한다60). 본 실험에서 NF-\(\kappa\)B의 발현은 生地黃 50 mg/kg 투여군, 生地黃 100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소하였다 (Fig. 8).
iNOS는 유전자 전사단계에서 산화적 스트레스 또는 허혈,조직손상, 염증 및 면역반응 등에 따라 유리되는 여러 종류의cytokine에 의해 유도되며61), COX-2는 염증조직, 종양조직등에서 많은 양의 프로스타글란딘의 생성을 유도하여 염증 뿐만 아니라 면역 반응 및 혈관조절 등을 억제하고 염증성cytokine에 의해 활성화 된다62, 63). IL-6는 대표적인 염증성cytokine으로 급성 혹은 만성 염증질환의 발생과 진행 과정에서 중요한 역할을 하며64, 65), TNF-\(\alpha\)는 염증 반응 초기에호중구를 유도하여 염증 반응을 악화시키는 역할을 한다66).본 실험 결과, COX-2, iNOS 및 TNF-\(\alpha\)의 발현은 生地黃100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소되었다 (Fig. 9-12). 이러한 점으로 미루어 보아 生地黃은 염증매개 인자들의 생성과 염증성 cytokine의 발현을 억제하여항염증 효과를 낼 수 있을 것으로 생각된다.
본 실험 결과, COX-2, iNOS 및 TNF-\(\alpha\)의 발현은 生地黃100 mg/kg 투여군에서 대조군에 비하여 유의성 있게 감소되었다 (Fig. 9-12). 이러한 점으로 미루어 보아 生地黃은 염증매개 인자들의 생성과 염증성 cytokine의 발현을 억제하여항염증 효과를 낼 수 있을 것으로 생각된다.
위 실험결과를 통해 生地黃과 sucralfate의 효능을 비교해보았을 때 두 약물 모두 위 점막의 손상을 유의하게 감소시켰다. 또한 生地黃은 혈청 내 산화적 스트레스 관련인자인 ROS와 ONOO-를 유의하게 감소시켰으며, 항산화 단백질인Nrf2, HO-1와 염증성 매개인자인 NF-\(\kappa\)B 및 염증성cytokine인 COX-2, iNOS 및 TNF-\(\alpha\)의 발현을 유의성 있게 감소시켰다.
이상의 결과들을 종합해 볼 때, 生地黃은 HCl/ethanol에의해 유발된 급성 위염 흰쥐에서 항산화 작용 및 항염증 작용을 나타내었으며. 또한 뛰어난 위 점막 보호 효과가 나타나추가적인 연구를 통해 위염 치료 약물로서 활용될 수 있을 것이라 기대된다.
Ⅴ. 결론
生地黃이 급성 위염에 미치는 영향을 확인하기 위하여 총페놀 및 플라보노이드 함량 및 DPPH, ABTS 라디칼 소거능을 측정하였으며, HCl/ethanol에 의해 유발된 급성 위염 동물모델에서 위 조직을 적출하여 육안적 위 손상도 측정, 혈액내 산화적 스트레스 바이오마커 변화를 확인하였고, 항산화인자 발현량 측정, 염증 cytokine 및 매개인자 측정을 시행하여 다음과 같은 결과를 얻었다.
1. 生地黃 30% ethanol 추출물의 총 폴리페놀 함량은 3.69±0.02 ㎎/g으로 나타났으며, 총 플라보노이드 함량은1.50±0.07 ㎎/g으로 나타났다.
2. 生地黃 30% ethanol 추출물의 DPPH 라디칼 소거능의IC50값은 524.43±4.14 ㎍/㎖으로 나타났으며, ABTS 라디칼 소거능의 IC50값은 700.54±4.68 ㎍/㎖으로 나타났다.
3. 위 조직에서 점막 손상 정도는 유의하게 감소하였다.
4. 혈청 내 산화적 스트레스 관련인자인 ROS와 ONOO -는 유의하게 감소하였다.
5. 항산화 단백질인 Nrf2, HO-1의 발현은 유의하게 감소하였다.
6. 염증성 매개인자인 NF-\(\kappa\)B의 발현은 유의하게 감소하였다.
7. 염증성 cytokine인 COX-2, iNOS 및 TNF-\(\alpha\)의 발현은 유의하게 감소하였다.
이상의 결과로 보아 生地黃은 HCl/ethanol에 의해 유발된 급성 위염 흰쥐에서 항산화 인자 및 항염증 인자를 효과적으로 억제하였으며, 또한 뛰어난 위 점막 보호 효과가 나타나 급성 위염 치료에 유의할 것으로 생각된다.
References
- HJ Kim, JS Han, SH Kim, HJ Park, HS Park, MK Ko, CY Lee, OJ Kim. Study on the effects of natural herb extract against acute gastritis induced by HCl-ethanol in SD rats. Journal of Animal Assisted Psychotherapy. 2017;6(1):55-67.
- YJ Won, MS Na, MY Lee. Effects of Ethylacetate Fraction of Plantain (Plantago asiatica L.) on Experimentally-Induced Gastric Mucosal Damage and Gastric Ulcers in Rats. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2004;33(4):659-667. https://doi.org/10.3746/jkfn.2004.33.4.659
- MH Kim, HS Lee, HA Lee, JH Choi, SY Park, SH Kim, GY Noh, SY Jang, EY Choi, MW Son, OJ Kim. Effect of Lentinus edodes extract against acute gastritis in Wistar Rats. Journal of Animal Assisted Psychotherapy. 2017;6(2):79-84.
- Marshall BJ, Warren JR. Unidentified curved bacilli in the stomach of patients with gastritis and peptic ulceration. The Lancet. 1984;1(8390):1311-1315. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(84)91816-6
- Hentschel E, Brandstatter G, Dragosics B, Hirschl AM, Nemec H, Schutze K, Taufer M, Wurzer H. Effect of ranitidine and amoxicillin plus metronidasole on the eradication of Helicobacter pylori and the recurrence of duodenal ulcer. The New England Journal of Medicine. 1993;328(5):308-312. https://doi.org/10.1056/NEJM199302043280503
- Honda S, Fujioka T, Tokieda M, Satoh R, Nishizono A, Nasu M. Development of Helicobacter pylori-induced gastric carcinoma in Mongolian gerbils. Cancer Research. 1998;58(19):4255-4259.
- Shay H, Komarov S, Fels S, Meranze D, Gruenstein M, Siplet H. A simple method for the uniform production of gastric ulceration in the rat. Gastroenterol. 1945;5:43-61.
- SW Lim. A case of Peptic ulcer of the less recover from complicated erosive and hemorrhagic gastritis. The Journal of Internal Korean Medicine. 1995;16:(1):33-39.
- AR Lee, JY Lee, MY Kim, MR Shin, SH Shin, BI Seo, OJ Kwon, SS Roh. Protective Effects of a Lycium chinense Ethanol Extract through Antioxidative Stress on Acute gastric lesion mice. The Korea Journal of Herbology. 2015;30(6):63-68. https://doi.org/10.6116/KJH.2015.30.6.63.
- RR Berardi, ME Savitsky, TT Nostrant. Maintenance therapy for prevention of recurrent peptic ulcers. Drug intelligence & clinical pharmacy. 1987;21(6):493-501. https://doi.org/10.1177/106002808702100602
- GM Fullarton, G McLauchlan, A Macdonald, GP Crean, KE McColl. Rebound nocturnal hypersecretion after four weeks treatment with an H2 receptor antagonist. Gut. 1989;30(4):449-54. https://doi.org/10.1136/gut.30.4.449
- S Szabo, TE Bynum. Alternatives to the acid-oriented approach to ulcer disease: does 'cytoprotection' exist in man? A new classification of antiulcer agents. Scand. The Journal of Gastroenterology. 1988;23(1):1-6. https://doi.org/10.3109/00365528809093839
- YJ Cho. iological Activity of Extracts from Chrysanthemum incidicum Linne by Ultrafine Grinding. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2014;43(1):110-117. https://doi.org/10.3746/jkfn.2014.43.1.110
- BS Chae, TY Shin. Effect of Fresh Rehmanniae Radix Methanol Extracts on the Production of Cytokines. Yakhak Hoeji. 2006;50(1):184-190.
- HL Oh, CR Kim, NY Kim, HL Jeon, ES Doh, MR Kim. Characteristics and Antioxidant Activities of Rehmanniae radix Powder. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2013;42(1):62-67. https://doi.org/10.3746/jkfn.2013.42.1.062
- HL Oh, BR You, HJ Kim, JY Lee, NY Kim, JE Song, MR Kim. Quality Characteristics and Antioxidant Activities of Rehmanniae radix Paste. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2011;40(11):1518-1524. https://doi.org/10.3746/jkfn.2011.40.11.1518
- JS Kim. Effect of Rhemanniae Radix on the Hyperglycemic Mice Induced with Streptozotocin. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2004;33(7):1133-1138. https://doi.org/10.3746/jkfn.2004.33.7.1133
- HL Oh, CR Kim, NY Kim, HL Jeon, ES Doh. Characteristics and Antioxidant Activities of Rehmanniae radix Powder. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2013;42(1):62-67. https://doi.org/10.3746/jkfn.2013.42.1.062
- O Folin, W Denis. On phosphotungasticphosphomolybdic compounds as color reagent. Journal of biological chemisty. 1912;12:239-243. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)88697-5
- CE Lister, JE Lancaster, KH Sutton, JR Walker. Developmental changes in the concentration and composition of flavonoids in skin of a red and a green apple cultivar. Journal of the science of food and agriculture. 1994;64(2):155-161. https://doi.org/10.1002/jsfa.2740640204
- T Hatano, R Edamatsu, M Hiramatsu, A Mori, Y Fujita, T Yasuhara. Effects of the interaction of tannins with co-existing substances. VI. Effects if tannins and related polyphenols on superoxide anion radical, and 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical. Chemical & Pharmaceutical Bulletin. 1989;37(8):2016-2021. https://doi.org/10.1248/cpb.37.2016
- SF Ali, CP LeBel, SC Bondy. Reactive oxygen species formation as a biomarker of methylmercury and trimethyltin neurotoxicity. Neurotoxicology. 1992;13(3):637-648.
- NW Kooy, JA Royall, H Ischiropoulos, JS Beckman. Peroxynitrite-mediated oxidation of dihydrohodamine 123. Free Radical Biology & Medicine. 1994;16(2):149-156. https://doi.org/10.1016/0891-5849(94)90138-4
- IJ Park, SH Yun, GH Choi, HJ Kim, YH Seo, JH Cho. Protective Effect of Litsea japonica Fruit Flesh Extract on Stress-induced Gastritis in Rats. Journal of Food Hygiene and Safety. 2017;32(6):536-541. J Physiol & Pathol Korean Med. 2017;31(5):255-263.
- MS Park, YM Kim. Study on Syndrome Differentiation of Gastritis by Korean Standard Classification of Disease and Cause of Death. Korean Journal of Oriental Physiology & Pathology. 2017;31(5):255-263. https://doi.org/10.15188/kjopp.2017.10.31.5.255
- HG Oh, DI Moon, JH Kim, YR Kang, JW Park, MY Seo, SH Park, YG Kang, CH Choe, IS Park, J Kim, KY Yu, ED Seol, OJ Kim, HY Lee. The Effects of Sea Cucumber as an Anti-gastritis, Antigastric Ulcer, and Anti-Helicobater. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2012;41(5):605-611. https://doi.org/10.3746/jkfn.2012.41.5.605
- CS Chew. Intracellular mechanisms in control of acid secretion. Current Opinion in Gastroenterology. 1991;7(6):856-862. https://doi.org/10.1097/00001574-199112000-00004
- S Mrdh, YH Song, C Carlsson, T Bjrkman. Mechanisms of stimulation of acid production in parietal cells isolated from the pig gastric mucosa. Acta Physiologica Scandinavica. 1987;131(4):589-598. https://doi.org/10.1111/j.1748-1716.1987.tb08280.x
- HF Helander, DJ Keeling. Cell biology of gastric acid secretion. Baillieres Clinical Gastroenterol. 1993;7(1):1-21. https://doi.org/10.1016/0950-3528(93)90029-R
- H Hiraishi, T Shimada, KJ Ivey, A Terano. Role of antioxidant defenses against ethanol-induced damage in cultured rat gastric epithelial cell. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 1999;289(1):103-109.
- A Ippoliti, J Elashoff, J Valenzuela, R Cano, H Frankl, M Samloff, R Koretz. Recurrent ulcer after successful treatment with cimetidine or antacid. Gastroenterology. 1983;85(4):875-880. https://doi.org/10.1016/0016-5085(83)90439-0
- H Koop, M Klein, R Arnold. Serum gastrin levels during long-term omeprazole treatment. Alimentary Pharmacology & Therapeutics. 1990;4(2):131-138. https://doi.org/10.1111/j.1365-2036.1990.tb00457.x
- L Laine, K Takeuchi, A Tarnawski. Gastric mucosal defense and cytoprotection:bench to bedside. Gastroenterology. 2008;135(1): 41-60. https://doi.org/10.1053/j.gastro.2008.05.030
- E Carlsson, H Larsson, H Mattsson, B Ryberg, G Sundell. Pharmacology and toxicology of omeprazole ith special reference to the effects on the gastric mucosa. Scandinavian journal of gastroenterology Supplement. 1986;118:31-38.
- MO Lee, HG Oh, SH Park, HA Lee, JH Song, OJ Kim. Antioxidant Activities of Sanguisorba officinalis and Stichopus japonicas. Animal Research. 2010;26(1):31-36.
- The textbook compilation committee of Korean herbology. Seoul:Younglimsa. 2000:190-192.
- JY MA, CS Ha, HJ Sung, OP Zee. Hemopoietic effects of rhizoma rehmanniae preparata on cyclophosphamide-induced pernicious anemia in rats. Korean Journal of Pharmacognosy. 2000;31(3):325-334.
- M Kubo, T Asano, H Matsuda, S Yutani, S Honda. Studies on Rehmanniae radix. III. The relation between changes of constituents and improvable effects on hemorheology with the processing of roots of Rehmannia glutinosa. Yakugaku Zasshi. 1996;116(2):158-168. https://doi.org/10.1248/yakushi1947.116.2_158
- HS Lee, ST Kim, DK Cho. Effects of rehmanniae radix water extract on renal function and renin secretion rate in unanesthetized rabbits. The American Journal of Chinese Medicine. 1993;21(2):179-186. https://doi.org/10.1142/S0192415X93000212
- MB Ju, SP Hong, JS Kim, JH Lee. Determination Methods of Rehmanniae Radix by HPLC. The Korea Journal of Herbology. 2003;18(3):203-209.
- SH Lee, JS Yoon, JK Kim, CG Park, SC Kim, CS Jung, JK Chang, YB Kim. Aucubin, Catalpol, and GABA Contents in Different Plant Parts of Rehmannia glutinosa Cultivars. Korean Journal of Medical Crop Science. 2017;25(1):16-21. https://doi.org/10.7783/KJMCS.2017.25.1.16
- E Reina, N Al-Shibani, E Allam, KS Gregson, M Kowolik, LJ Windsor. The effects of plantago major on the activation of the neutrophil respiratory burst. Journal of Traditional and Complementary Medicine. 2013;3(4):268-272. https://doi.org/10.4103/2225-4110.119706
- HM Kim, CS An, KY Jung, YK Choo, JK Park, SY Nam. Rehmannia glutinosa inhibits tumour necrosis factor-alpha and interleukin-1 secretion from mouse astrocytes. Pharmacological Research. 1999;40(2):171-176. https://doi.org/10.1006/phrs.1999.0504
- JM Prieto, MC Recio, RM Giner, S Manez, EM Giner-Larza, JL Rios. Influence of aditional Chinese anti-inflammatory medicinal plants on leukocyte and platelet functions. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 2003;55(9):1275-1282. https://doi.org/10.1211/0022357021620
- HJ Jung, HJ Kim, OR Kwon, WJ Lee. The Effects of Pueraria and Rehmannia Glutinosa Intake and Exercise on Epigenetic Modification in Ovariectomized Rat Skeletal Muscle. Journal of Life Science. 2015;25(11):1214-1222. https://doi.org/10.5352/JLS.2015.25.11.1214
- HS Seo. The Experimental Study on Anti-inflammation and Anti-oxidation of Indigo Naturalis and Rehmanniae Radix. The Journal of Korean Oriental Medical Ophthalmology & Otolaryngology & Dermatology. 2008;21(3):104-110.
- JS Kim, CS Na. Effect of Rehmanniae Radix and Pear Phenolic Compound on the STZ-Treated Mice for Induction of Diabetes. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2004;33(1):66-71. https://doi.org/10.3746/jkfn.2004.33.1.066
- YD Kwon, YS Song. Effects of Rhizoma rehmanniae adminstration on the Innate and Adap tive Responses in the Mouse. Journal of Korean Medicine Rehabilitation. 1998;8(1):233-254.
- SC Yu, TJ Oh. Antioxidant activities and antimicrobial effects of extracts from Auricularia auricula-judae. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2016;45(3): 327-332. https://doi.org/10.3746/jkfn.2016.45.3.327
- WH Lee, SR Han, SC Yu, TJ Oh. Comparison of Physiological Activities of Flammulina velutipes according to Solvent Extractions. The Korean Society of Food Science and Nutrition. 2018;47(1):83-89. https://doi.org/10.3746/jkfn.2018.47.1.083
- YS Velioglu, G Mazza, L Gao, BD Oomah. Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1998;46(10):4113-4117. https://doi.org/10.1021/jf9801973
- Y Ishii, Y Fujii, M Homma. Gastric acid stimulating action of cysteamine in the rat. European Journal of Pharmacology. 1976;36(2):331-336. https://doi.org/10.1016/0014-2999(76)90086-8
- M Schieber, NS Chandel. ROS function in redox signaling and oxidative stress. Current Biology. 2014;24(10):453-462. https://doi.org/10.1016/j.cub.2014.03.034
- GE Rhie, JY Seo, JH Chung. Modulation of catalase in human skin in vivo by acute and chronic UV radiation. Molecules and Cells. 2001;11(3):399-404.
- HY Kim, BR H, TT Wu, EJ Cho. The protective effect of Perilla frutescens from ONOO-induced oxidative stress and antiaging effect under cellular system. Journal of Agricultural Science. 2012;39(4):467-471.
- A Bokov, A Chaudhuri, A Richardson. The role of oxidative damage and stress in aging. Mechanisms of Ageing and Development. 2004;150(10-11):511-526.
- PD Ray, BW Huang, Y Tsuji. Reactive oxygen species (ROS) homeostasis and redox regulation in cellular signaling. Cell Signaling. 2012;24(5):981-990. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2012.01.008
- JH Kim, JM Lee, SH Lee, EJ Cho. Ethyl Acetate Fraction from Petasites japonicus Attenuates Oxidative Stress through Regulation of Nuclear Factor E2-Related Factor-2 Signal Pathway in LLC-PK1 Cells. Korean Journal of Pharmacognosy. 2016;47(1):55-61.
- AS Baldwin, JC Azizkhan, DE Jensen, AA Beg, and LR Coodly. Induction of NF-kappa B DNAbinding activity during the G0-to-G1 transition in mouse fibroblasts. Molecular and Cellular Biology. 1991;11(10):4943-4951. https://doi.org/10.1128/MCB.11.10.4943
- CW Han, YC Kim, JH Lee, HJ Woo. The Effect of Chungganhaeju-tang (Qingganjiejiu-tang) on NFkB Activation and Apoptosis of Kupffer Cells. The Korean Journal of Internal Medicine. 2004;25(1):59-70.
- GM Hur, YS Ryu, HY Yun, BH Jeon, YM Kim, JH Seok, JH Lee. Hepatic ischemia/reperfusion in rats induces iNOS gene transcription by activation of NF-kappaB. Biochemical and Biophysical Research Communications. 1999;261(3):917-922. https://doi.org/10.1006/bbrc.1999.1143
- M Huang, M Stolina, S Sharma, JT Mao, L Zhu, PW Miller, SM Dubinett. Non-small cell lung cancer cyclooxygenase-2-dependent regulation of cytokine balance in lymphocytes and macrophages : upregulation of interleukin 10 and down-regulation of interleukin 12 production. Cancer Research. 1998;58(6):1208-1216.
- T Sato, H Nakajima, K Fujio, Y Mori. Enhancement of prostaglandin E2 production by epidermal growth factor requires the coordinate activation of cytosolic phospholipase A2 and cyclooxygenase 2 in human squamous carcinoma A431 cells. Prostaglandins. 1997;53(5):355-369. https://doi.org/10.1016/S0090-6980(97)00036-1
- G Nilsson, V Svensson, K Nilsson. Constitutive and inducible cytokine mRNA expression in the human mast cell line HMC-1. Scandinavian Journal of Immunology. 1995;42(1):76-81. https://doi.org/10.1111/j.1365-3083.1995.tb03628.x
- DA Papanicolaou, RL Wilder, SC Manolagas, GP Chrousos. The pathophysiologic roles of interleukin-6 in human disease. Annals of Internal Medicine. 1998;128(2):127-137. https://doi.org/10.7326/0003-4819-128-2-199801150-00009
- Y Zhang, BF Ramos, BA Jakschik. Neutrophil recruitment by tumor necrosis factor from mast cells in immune complex peritonitis. science. 1992;258(5090):1957-1959. https://doi.org/10.1126/science.1470922