Cellular Viability of Cryopreserved Porcine Valve According to Warm Ischemic Time

Warm Ischemic Time 에 따른 냉동보존돼지판막의 세포생존율

  • Park, Young-Hwan (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Cardiovascular Center Research Institute) ;
  • Yoon, Chee-Soon (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Cardiovascular Center Research Institute) ;
  • Lee, Chong-Eun (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Department of Medical Engineering) ;
  • Chang, Byung-Chul (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Cardiovascular Center Research Institute) ;
  • Park, Chong-Chul (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Department of Medical Engineering) ;
  • Hwal, Su (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Department of Medical Engineering) ;
  • Cho, Bum-Koo (Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Yonsei University, College of Medicine, Cardiovascular Center Research Institute)
  • 박영환 (연세대학교 의과대학 심장혈관센터연구소, 흉부외과학교실) ;
  • 윤치순 (연세대학교 의과대학 심장혈관센터연구소, 흉부외과학교실) ;
  • 이종은 (연세대학교 의과대학 심장혈과센터연구소, 의학공학교실) ;
  • 장병철 (연세대학교 의과대학 심장혈관센터연구소, 흉부외과학교실) ;
  • 박종철 (연세대학교 의과대학 심장혈과센터연구소, 의학공학교실) ;
  • 서활 (연세대학교 의과대학 심장혈과센터연구소, 의학공학교실) ;
  • 조범구 (연세대학교 의과대학 심장혈관센터연구소, 흉부외과학교실)
  • Published : 2001.04.01

Abstract

배경: 판막대치술에 냉동보존판막의 이용은 감염에 대한 저항성과 탁월한 혈류역학으로 증가하고 있다. 판막육아세포의 생존율은 이식된 냉동보존 판막의 내구성에 영향을 미친다고 알려져 있고, 세포의 생존율은 warm ischemic time에 영향을 받는 것으로 알려져 있다. 냉동 보존하여 이식할수 있는 공여 판막의 warm ischemic time 의 적정치를 구하기 위하여, warm ischemic time에 다른 세포의 생존율을 관찰하였다. 대상 및 방법: 1.조직의 획득: 실제 판막을 냉동 보존하는 상황과 유사하게 하기 위하여 도살된 돼지의 심장과 폐를 밀봉한 상태로 4~8$^{\circ}C$로 냉장 보관하여 (warm ischemic time) 일정시간이 경과한 후, 심장과 폐에서 심장을 적출하여 4$^{\circ}C$하트만 용액에 24시간 보관하였다.(cold ischemic time). Warm ischemic time에 따라 2시간, 12시간, 24시간 36시간으로 4군으로 나누었으며, 각 군마다8개의 돼지 심자을 이용하였다. 2. 조직의 멸균: RRMI 1640에 항생제를 섞은 용액에 멸균하고, 3 냉동과 냉동보존; American tissue bank에서 제시한 냉동곡선에 따라 냉동하여, 액체질소 탱그에서 7일간 보존 후 해동하였다. 4. 생존율의 측정; 판막의 생존율 검사는 Triphan blue test로 하였고, 각각 warm ischemic period후 , cold ischemic period 후, 해동 후에 시행하였다. 5. 분석방법; 분석은 SAS program의 pearson correlation으로 하였다. 결과: 1. 멸균, 냉동과 냉동 보존하는 과정의 적합성을 규명하기 위하여 이 과정의 전과 후인 Cold ischemic period 후와 해동 후의 대동맥판막의 생존율의 차이를 비교한 결과, 차이가 없었다.(p =0.619). 2, warm ischemic time 과 warm ischemic period 후 , Cole ischemic period 후와 해동후의 대동맥판막의 생존율과의 correlation 은 각각 R= -0.857, -.0.673과 -0.549로 강하거나 , 혹은 뚜렷한 음성적 관계가 있었다. 삼천판막의 생존율과 대동맥판막의 생존율과 뚜렷한 상관관계가 있었다. 결론; 1. Warm ischemic time 이 길어지면 판막유아세포의 생존율이 감소하고, 12시간 이상되면 해동후의 판막육 아페포의 생존율이 50% 이하로 떨어졌다. 2. 본 연구에서 시행한 판막의 냉동보존방법은 세포의 생존율을 유지하는데 양호한 것으로 나타났으며 삼천판막으로 대동맥판막의 생존율을 예측해 볼 수 있다. 3. 그러나, 이식후 장기간 적절한 내구성을 갖기 위한 이식될 판막의 생존율은, 육아세포에 관한 여구가 좀 더 되어야 규명될 것이다.

Keywords

References

  1. Thorax v.27 A method of sterilizing and preserving fresh allograft heart valves Lockey E;Al-Janabi N;Gonzales-Lauric L;Ross DN
  2. J Cardiac Surgery v.2 The viable cryopreserved allograft aortic valve O'Brien MF;Stafford EG;Gardner M(et al.)
  3. Cardiovasc Res v.13 Fibroblast fuction and the maintenace of the aortic valve matrix Van der Kamp AWM;Nauta J
  4. J Thorac Cardiovasc Surg v.98 Durability of viable aortic allograft Angel WW;Angell JD;Oury JH;Lamber JJ;Grehl TM
  5. J. Cardiovasc Surg v.2 Basic principles of cryobiology Bank HL
  6. Cryobiology v.29 Effects of storage temperature on viable bioprosthetic heart valves Brockbank KGM;Carpentier JF;Dawson PE
  7. Culture of animal(3rd ed.) Measurement of viability and cytoxicity Freshney RI
  8. Ann Thorac Surg v.60 Effect of warm ischemia and cryopreservation on cell viability of human allograft valves Niwaya K;Sakaguchi H;Kawachi K;Kitamura S
  9. Ann Thorac Surg v.35 Calcification of gutaraldehyde-preserved porcine and bovine xenograft valves in young children Fiddler GI;Gerlis LM;Walker DR;Scott O;Williams GJ
  10. Low tempreature preservation in medicine and biology General observations on cell preservation Farrant J;Ashwood-Smith MJ;Farrant J.(Eds)
  11. Cardiovasc Res v.13 Fibroblast function and the maintenance of the aortic valve matrix van der Kamp AWM;Navita J.
  12. J. Thorac Cadiovasc Surg v.93 Long-term follow-up of viable frozen aortic homografts Angell WW;Angell JD;Oury JH;Lamberti JJ;Grehl TM
  13. J. Thorac Cardiovasc Surg v.110 In situhybridization: a new technique to determine the origin of fibroblasts in cryopreserved aortic homograft valve explants Hazekamp MG;Koolbergen DR;Braun J(et al.)
  14. J Thorac Cardiovasc Surg v.98 Durability of the viable aortic allograft Angel WW;Oury JH;Lamberti JJ;Koziol J
  15. J Throac Cardiovasc Surg v.113 Effect of cryopreservation on contractile properties of porcine isolated aortic valve leafets and aortic wall Wassenaar C;Bax WA;Suylen RJ van;Vuzevski VD;Bos E
  16. J Histochem Cytochem v.33 An improved method to determine cell viability by simultaneous staining with fluorescein diacetated-propidum iodide Jones KH;Steft JA
  17. Eur J Cardio-thorac Surg v.5 Effects of warm ischmia following harvesting of allograft cardiac valves St. Louis J;Corcoran P;Rajan S(et al)
  18. J Thorac Cardiovasc Surg v.108 Biochemical and cellular charcterization of cardiac vlave tissue after cyopresuervation or antibiotic preservation Lang SJ;Giordane MS;Cardon-Cardo C;Summers BD;Statiano-Coico L;Hajjar DP
  19. Cardiovasc Res v.23 Effect of antibiotics on cellular biability in porcine heart valve tissue Hu JF;Gilmer L;Hopkins R;Wolfinbarger L Jr.
  20. Cardiovasc Res v.24 Assessment of cellular viability in cardiovascular tissue as studied with 3H proline and 3H insulin Hu JF;Gilmer L;Hopkins Wolfinbarger L Jr.