The measurement of cell death constant in Anabaena flos-aquae was tested by the Live/Dead BacLight Viability kit(Molecular Probes Co., Seatle, WA). When the Live/Dead BacLight Viability kit was applied to Anabaena flos-aquae, the cells with intact cell membranes(live cells) stained fluorescent green, while the cell with damaged membranes(dead cells) stained fluorescent red and the background remained virtually nonfluorescent. The rations of live : dead cells in the cell suspension were controlled artifically and Live/Dead BacLight Viability kit was applied to them. The ratios of green:red fluorescent cells in the cell suspension were the same as those of live : dead cells controlled artifically. It was also approved by the fluorescence emission. The cell death constant was measured in the P-limited Anabaena flos-aquae chemostal culture in the N-fixing and $KNO_3-supplied$ conditions. The culture in N-fixing chemostat had a dead cell proportion of 1.2% at the growth rate of 0.7/day and increased to 2.6% at the growth rate of 0.3/day. The cell death constant of N-fixing culture was 0.008/day.There was a same trend in the $KNO_3-supplied$ chemostat culture. The proportion of dead cell was 1.6% of dead cell proportion at the growth rate of 0.7/day and increased to 4.3% at the growth rate of 0.3/day.
Three different methods of bacterial viability monitoring were compared to detect chemically or thermally inactivated Escherichia coli. Direct colony enumeration, live/dead bacterial cell staining with a fluorescent dye, and the dehydrogenase activity assay were compared with respect to their ease of use and time required to perform the three different tests. The green (live cell)/red (dead cell) ratio obtained from the fluorescent bacterial cell staining approach showed a linear relationship with the colony forming units; the result obtained with dehydrogenase was similar to those. The sensitivity of the monitoring methods to detect bacterial deactivation varied with different disinfection conditions. After thermal treatment, the sensitivity of the staining approach was lower, while that of the dehydrogenase activity assay was the highest. After chemical treatment, the sensitivity of detection for both methods was similar.
연구배경 : 결핵치료에서 어려움을 주는 가장 중요한 요인의 하나가 약제 내성균에 감염된 경우이다. 근래 다제내성 결핵균의 증가는 신속한 결핵균 감수성검사방법 개발에 대한 필요성을 더욱 증가시키고 있다. 활발하게 개발이 진행되고 있는 분자생물학적 기법들도 신속한 내성여부의 구분에 많은 도움을 주고 있지만, 아직까지는 검사약제가 제한되어 있고 보완할 점들이 많이 남아있다. 따라서 저자들은 결핵균 세포 염색 방법에 의해 생균과 사균을 구분할 수 있는 신속하고도 정확한 결핵균 약제 감수성 검사 방법을 검토하여 보았다. 방 법 : 본 연구의 대상으로 대표적인 4가지 항결핵 약제(Isoniazid, Rifampicin, Streptomycin, Ethambutol)에 모두 내성인 임상분리 결핵균 20 균주와 모든 약제에 감수성인 임상분리 결핵균 20 균주를 사용하였다. 약제감수성검사시의 최소 희석배수였던 MacFarland #1 탁도로부터 10배 희석한 결핵균액을 7H9 배양액 $30m{\ell}$에 접종한 후 $37^{\circ}C$에서 24시간 배양한 다음, 핵산 염색액인 Syto 9 (MolecularProbes, USA)과 세포질 염색액인 프로피디움(propidium iodide, $C_{27}H_{34}I_2N_4$)을 결핵균과 잘 섞은 후 실온의 암소에서 15 분간 방치한 후 슬라이드에 $5{\mu}{\ell}$씩 점적하여 형광 현미경으로 관찰하였다. 결 과 : 실험에 사용한 약제내성 결핵균은 4가지의 항결핵약제의 각 농도가 함유된 7H9 배양액에서 사멸하지 않고 생존하고 있음을 형광 현미경상에서 확인 할 수 있었다. 프로피디움(propidium iodide)은 살아있는 세균의 경우 세포핵은 염색시키지 못하고 세포질만 염색함으로써 살아있는 결핵균은 형광현미경 시야에서 녹색을 띄게 되고, 세포의 핵산을 염색시키는 Syto 9 은 사멸한 세포의 세포질을 통과하여 결핵 약제에 감수성인 결핵균의 세포핵을 염색시켜 형광 현미경 시야에서 붉은 색으로 관찰 되었다. 결 론 : Acridin (Syto9)과 propidium 성분을 이용하여 세포를 형광 염색시켜 세포의 사멸 및 생육을 판단하는 방법을 결핵균 약제감수성검사에 적용한 결과, 간편하고도 신속하게 24시간 이내에 내성균과 감수성균을 구분할 수 있었다. 생균과 사균 세포의 판별법으로 기존의 결핵균 감수성 방법을 대체하기 위해서는 형광현미경을 비롯한 실험실 장비와 숙련된 검사자가 필요하지만, 배양된 균으로 검사하는 데만 4주 이상 소요되는 기존의 결핵균 감수성 검사 방법을 대체할 수 있는 매우 저렴하고도 간편한 검사방법으로 판단되었다.
본 연구는 체외생산된 소 배반포기배의 inner cell mass (ICM) 세포에서 epidermal growth factor-receptor (EGF-R)의 발현 유무를 immunosurgery와 indirect immunofluorescence (간접 면역 형광방법)을 이용하여 조사하고자 실시하였다. 본 실험에 사용된 ICM 세포는 체외수정 후 7∼8일째에 회수된 소 배반포기배로부터 immunosurgery 방법을 실시하여 얻어졌으며, 회수된 ICM세포는 live/dead 염색방법을 통한 생사 유무와 EGF-R 발현 유무 조사에 공시되었다. 특히, 배반포기배에 대한 immunosurgery를 위해 trophectoderm 세포에 대한 rabbit anti-bovine trophectoderm cell antibody (RABTE)를 제조하여 사용하였다. 결과를 요약하면 다음과 같다. ICM세포의 회수율은 RABTE와 guinea pig serum (complement)에 각각 15∼30분과 15∼60분동안 처리했을 경우 16.7∼74.2%였으며, 또한 처리시간이 각각 30분과 30분일 때 가장 높은 회수율(74.2%)을 얻었다. Immunosurgery 후 얻어진 ICM세포의 생존 유무를 조사하기 위해 live/dead 염색 방법을 이용하였던바, ICM세포의 생존율은 complement가 60분 처리된 군(69.3%)을 제외한 모든 처리군에서 84.0∼91.6%의 높은 생존율을 나타냈다. 또한, 회수된 ICM세포에 대한 EGF-R의 존재를 확인하였다. 따라서, ICM세포에서의 EGF-R의 발현은 인위적으로 첨가된 EGF의 이용 가능성을 높임으로서 체외에서의 착상전 배 발달을 증진시킬 수 있을 것으로 사료된다.
Edwardsiella tarda predominantly causes edwardsiellosis in fish at high temperature, but is rarely isolated from water when water temperature is low. However, E. tarda is viable but nonculturable (VBNC) in low water temperature, but it can be revived when water temperature rises and cause disease to fish. Therefore, in order to prevent disease, it is very important to identify pathogens that are in the VBNC state in environmental water. In this study, E. tarda cells in the VBNC state were detected by the ethidium monoazide (EMA)-PCR method using the low-temperature oligotrophic sea water microcosm obtained by inoculation of E. tarda at a concentration of $10^8CFU/ml$. In order to distinguish between live and dead bacteria in E. tarda, each sample was treated with EMA at different concentrations, photoactivated with a 500 W halogen lamp, and PCR was performed with E. tarda specific primer. At the concentration of $10^7CFU/ml$ bacterium, DNA amplification was observed only in the live cells when treated with $60{\mu}g/ml$ of EMA, and smaller amounts of live cells could be distinguished from dead cells by adjusting the EMA concentration. In addition, the VBNC cells of E. tarda in the oligotrophic low temperature seawater microcosm were estimated to be in the range of $10^4{\sim}10^5CFU/ml$ by EMA-PCR. Therefore, it is possible to detect VBNC cells that will act as potential pathogens in environmental water using EMA-PCR method, and quantitative confirmation using concentration change is also possible.
VBNC(Viable but nonculturable)란 생존에 불리한 환경하에서 살아 있으나 일반 영양배지에서 자라지 못하는 미생물의 상태를 나타낸다. 본 연구는 구리를 이용해 Escherichia coli에서 VBNC를 유도하고 이의 특성을 살펴보았다. 구리를 처리한 후 전통적인 평판 배양법에 의한 집락 형성계수(colony forming unit, CFU)를 측정한 결과 배양되지는 않으나, Live/Dead BacLight bacterial viability kit 염색 후 유세포계수기로 측정한 결과 살아있는 미생물로 계수되어 VBNC 상태가 확인하였다. VBNC 유도된 미생물로부터 genomic DNA와 RNA를 분리하고 이들의 안정성을 관찰하였는데 DNA에 비해 RNA의 붕괴가 많이 진행되었음을 확인할 수 있었고 RNA의 붕괴는 특정크기로 붕괴되는 것으로 관찰되었다. 또한 생물전용 투과전자현미경(Bio-Transmission Electron Microscope, Bio-TEM)을 통해 VBNC 세포의 형태를 관찰하였는데 VBNC 상태에서는 정상상태에 비해 periplasmic space가 온전하지 못하고 세포내막과 세포 외막이 분리되었으며 세포질의 양이 현저히 감소됨이 관찰되었다.
Ku, Jongbeom;Seonwoo, Hoon;Jang, Kyoung-Je;Park, Sangbae;Chung, Jong Hoon
한국농업기계학회:학술대회논문집
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한국농업기계학회 2017년도 춘계공동학술대회
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pp.107-107
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2017
3D bioprinting is a technology to produce complex tissue constructs through printing living cells with hydrogel in a layer-by-layer process. To produce more stable 3D cell-laden structures, various materials have been developed such as alginate, fibrin and gelatin. However, most of these hydrogels are chemically bound using crosslinkers which can cause some problems in cytotoxicity and cell viability. On the other hand, thermosensitive hydrogels are physically cross-linked by non-covalent interaction without crosslinker, facilitating stable cytotoxicity and cell viability. The examples of currently reported thermosensitive hydrogels are poly(ethylene glycol)/poly(propylene glycol)/poly(ethylene glycol) (PEG-PPG-PEG) and poly(ethylene glycol)/poly(lactic acid-co-glycolic acid) (PEG/PLGA). Chitosan, which have been widely used in tissue engineering due to its biocompatibility and osteoconductivity, can be used as thermosensitive hydrogels. However, despite the many advantages, chitosan hydrogel has not yet been used as a bioink. The purpose of this study was to develop a bioink by chitosan hydrogel for 3D bioprinting and to evaluate the suitability and potential ability of the developed chitosan hydrogel as a bioink. To prepare the chitosan hydrogel solution, ${\beta}-glycerolphosphate$ solution was added to the chitosan solution at the final pH ranged from 6.9 to 7.1. Gelation time decreased exponentially with increasing temperature. Scanning electron microscopy (SEM) image showed that chitosan hydrogel had irregular porous structure. From the water soluble tetrazolium salt (WST) and live and dead assay data, it was proven that there was no significant cytotoxicity and that cells were well dispersed. The chitosan hydrogel was well printed under temperature-controlled condition, and cells were well laden inside gel. The cytotoxicity of laden cells was evaluated by live and dead assay. In conclusion, chitosan bioink can be a candidate for 3D bioprinting.
목재 섬유 기반의 셀룰로오스 나노피브릴(cellulose nanofibrils, CNF)은 생체적합특성이 우수하여 조직 공학용 스캐폴드, 약물 운반체, 상처 치유용 겔 등의 생체 의료 분야에서 많은 관심을 받고 있다. 하지만, 셀룰로오스 나노피브릴은 상대적으로 약한 기계적 강도를 나타내기 때문에 높은 기계적 특성을 요구하는 응용 분야에 사용되기 어렵다는 한계를 가지고 있다. 따라서 본 연구에서는 셀룰로오스 나노피브릴의 기계적 강도를 향상시키기 위해 TEMPO (2,2,6,6-tetramethylpiperidin-oxyl) 산화 처리된 셀룰로오스 나노피브릴에 금속 양이온을 도입하여 금속-카르복실레이트 배위 결합을 가지는 하이드로겔을 제조하였다. 또한, 큰 진폭 진동 전단(large amplitude oscillatory shear) 측정과 Live/Dead 세포 시험을 통해 하이드로겔의 비선형 점탄성 거동과 세포 생존 능력을 분석하였다. 특히, 첨가된 금속염의 종류에 따라 세포의 증식 및 생존 능력이 변화하였고, 이는 하이드로겔들의 유변 물성 특성에도 영향을 미쳤다.
프로바이오틱스에 대한 연구는 주로 생균의 효과가 많이 알려져 있지만 가열 처리된 유산균인 사균체의 기능에 대한 연구도 활발히 이루어지고 있다. 본 연구에서는 락토바실러스 아시도필러스 CBT LA1의 사균체의 장관장벽 기능에 대하여 in vitro, in vivo에서 실험하였다. 이를 위하여, 세포표면 소수성 상호작용력(cell surface hydrophobicity), 자가응집력(autoaggregation), 세포에 부착하는 능력(cell adhesion)과 자가응집력(autoaggregation), LPS와의 결합력을 조사하였다. 또한 HT-29 장상피세포에서 LPS로 유도되는 IL-8의 발현을 억제하는 효과를 조사하였다. CBT LA1을 80도에서 121도까지 10분 동안 열을 처리하였을 때, 80도에서 열을 처리한 CBT LA1 사균체가 가장 높은 세포에 부착하는 능력을 보여 주었다. CBT LA1 생균과 비교했을 때, 80도에서 열을 처리한 CBT LA1 사균체는 높은 LPS와의 결합력, 소수성 상호작용력, 자가응집력, HT-29 세포에 부착하는 능력과 IL-8의 발현을 억제하는 능력을 보여주었다. In vivo 실험에서 FITC로 label된 LPS를 투여하였을 때 16시간 후, CBT LA1 사균체를 섭취한 동물의 장관 내 LPS가 가장 많이 제거되었다. 이러한 연구 결과들은 CBT LA1 생균처럼 CBT LA1 사균체도 장관장벽 기능을 가지며 이는, 파마바이오틱스로서 그 가능성을 시사한다.
Tae Gyeom Kim;Jongsoo Kim;Joonhaeng Lee;Jisun Shin;Mi Ran Han;Jongbin Kim;Yujin Kim;Jae Hee Park
대한소아치과학회지
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제51권2호
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pp.149-164
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2024
This study compared the solubility, water absorption, dimensional stability, release of various ions (hydroxyl, calcium, sulfur, strontium, and silicon), and cytotoxicity of light-cured resin-modified pulp-capping materials. Resin-modified calcium hydroxide (Ultra-blendTM plus, UBP), light-cured resin-modified calcium silicate (TheraCal LCTM, TLC), and dual-cure resin-modified calcium silicate (TheraCal PTTM, TPT) were used. Each material was polymerized; solubility, 24-hour water absorption, and 30- day dimensional stability experiments were conducted to test its physical properties. Solubility was assessed according to the ISO 6876 standard, and 24 hours of water absorption, 30 days of dimensional stability were assessed by referring to the previous protocol respectively. Eluates at 3 and 24 hours and on 7, 14, and 28 days were analyzed according to the ISO 10993-12 standard. And the pH, Ion-releasing ability, cell proliferation rate, and cell viability were assessed using the eluates to evaluate biochemical characteristics. pH was measured with a pH meter and Ion-releasing ability was assessed using inductively coupled plasma atomic emission spectrometry (ICP-AES). Cell proliferation rate and cell viability were assessed using human dental pulp cells (hDPCs). The former was assessed by an absorbance assay using the CCK-8 solution, and the latter was assessed by Live and Dead staining. TPT exhibited lower solubility and water absorption than TLC. UBP and TPT demonstrated higher stability than TLC. The release of sulfur, strontium, calcium, and hydroxyl ions was higher for TLC and TPT than for UBP. The 28-day release of hydroxyl and silicon ions was similar for TLC and TPT. TLC alone exhibited a lower cell proliferation rate compared to the control group at a dilution ratio of 1 : 2 in cell proliferation and dead cells from Live and Dead assay evaluation. Thus, when using light-cure resin-modified pulp-capping materials, calcium silicate-based materials can be considered alternatives to calcium hydroxide-based materials. Moreover, when comparing physical and biochemical properties, TPT could be prioritized over TLC as the first choice.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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